معلومة

أي إنزيم يحفز النسخ وأي ترجمة؟

أي إنزيم يحفز النسخ وأي ترجمة؟



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

محاولتي:

النسخ - ترجمة RNA polymerase - aminoacyl tRNA synthetase

أعلم أن الريبوسوم يعمل تقريبًا في الترجمة ، لكنني لا أعتقد أن الريبوسومات هي إنزيمات ، ولهذا السبب ذهبت مع aminoacyl tRNA synthetase. هل هذا صحيح؟


آسف ، لكنك بدأت على المسار الصحيح. ما تبحث عنه يسمى العقيدة المركزية لتخليق البروتين.

يتم نسخ الحمض النووي الجيني في النواة إلى مرسال الحمض النووي الريبي (مرنا) بواسطة بوليميراز الحمض النووي الريبي. إن بوليميراز الحمض النووي الريبي يعتمد على الحمض النووي ؛ يحتاج إلى قالب DNA لعمل نسخة RNA من الرسالة.

ينتقل الحمض النووي الريبي المرسال إلى السيتوبلازم حيث يتم ترجمته بواسطة الريبوسومات إلى بولي ببتيد (بروتين). الريبوسومات هي الإنزيم الذي يقوم بالترجمة ، وربما يكون سبب ارتباكك هو أن الريبوسومات تتكون من جزيئات الحمض النووي الريبي والبروتينات (مركب ريبونوكليوتيد).

تركيبة Aminoacyl tRNA هي الإنزيمات التي تصنع aminoacyl tRNAs (اختصار tRNA). تجلب هذه الحمض الريبي النووي النقال الأحماض الأمينية الفردية إلى الريبوسوم حيث يقوم الريبوسوم بتوسيع منتج البولي بتيد لرسالة الرنا المرسال.


س: مجموعة متنوعة من نبات البازلاء المعروفة باسم Blue Pamlico تنتج نباتًا طويل القامة ببذور زرقاء. مجموعة ثانية.

ج: الميراث هو عملية نقل الصفات من الأب إلى النسل. سمات العضو.

س: غالبًا ما كان لداروين الفضل في اكتشاف التطور. لماذا هذا ليس صحيحا؟

ج: غالبًا ما يرجع الفضل إلى تشارلز داروين في اكتشاف التطور. في الحقيقة كتابه - On the Origin o.

س: أكثر الأنظمة البيئية تنوعًا في العالم هي

ج: يمثل النظام البيئي مجتمعًا بيولوجيًا من الكائنات الحية المتفاعلة وبيئتها المادية.

س: ما هو نوع المانع عندما يزداد Km و Vmax يتناقص؟

ج: الإنزيم هو محفز حيوي وجميع الإنزيمات مصنوعة من البروتينات. يمكن أن يحدث تثبيط في رد فعل.

س: أي من أنظمة إصلاح الحمض النووي التالية من المرجح أن يتم تنشيطه بعد أن يذهب شخص ما إلى السمرة.

ج: إصلاح الحمض النووي هو مجموعة من العمليات التي من خلالها تحدد الخلية الضرر الذي يلحق بالحمض النووي مو وتصحيحه.

س: ما هو نظام الدورة الدموية وأنواع مختلفة؟

ج: يشمل الجهاز الدوري القلب والأوعية الدموية والدم. ينقل الدم الأكسجين والجوز.

ج: Zooxanthellae هي دينوفلاجيلات أحادية الخلية لها علاقة تكافلية مع أنواع بحرية مختلفة.

س: ماذا يفعل الجهاز الهضمي؟

ج: يتكون الجهاز الهضمي من أعضاء مختلفة تعمل معًا بطريقة متزامنة. أن تبدأ.

س: كيف تتغير أنماط النوم في حالات داء المثقبيات الأفريقي؟

ج: داء المثقبيات الأفريقي (مرض النوم الأفريقي) هو مرض يسببه طفيل المثقبيات.


الكيمياء الحيوية والطب الحيوي والمستحضرات الصيدلانية


العقيدة المركزية للبيولوجيا الجزيئية

2) في بعض الفيروسات ، يعمل الحمض النووي الريبي كمخزن للمواد الجينية ويتم تصنيع الحمض النووي من الحمض النووي الريبي بواسطة الإنزيم المعروف باسم:
أ) إنزيم الحمض النووي
ب) بوليميريز الحمض النووي
ج) النسخ العكسي
د) محول الحمض النووي

3) أي من العمليات التالية لا تحدث في بدائيات النوى

6) أي من العبارات التالية صحيح فيما يتعلق بالبنية الحلزونية المزدوجة للحمض النووي؟
أ) يتم لف الحلزون المزدوج للحمض النووي حول محور مشترك يعرف باسم محور التناظر
ب) يكون العمود الفقري منزوع الأكسجين والفوسفات المحب للماء لكل سلسلة في الخارج.
ج) قواعد النيتروجين الكارهة للماء مكدسة بالداخل.
د. كل ما ورداعلاه

7) الترتيب المكاني للبنية الحلزونية للحمض النووي يخلق أخدودًا رئيسيًا وثانويًا مهمًا له
أ) التجعد والانحناء للهيكل الحلزوني
ب) توفير مواقع التعرف والربط للعديد من بروتينات ربط الحمض النووي
ج) كل ما سبق
د) لا شيء مما سبق

8) المضادات الحيوية أمينوغليكوزيد مثل كاناميسين ، توبراميسين ، نيومايسين هي مثبطات معروفة لتخليق الحمض النووي. يحتوي على حلقة سيكلتول مرتبطة بخمسة أو ستة من السكريات بواسطة روابط جليكوسيدية. هذه المضادات الحيوية
أ) مركب موجب الشحنة للحمض النووي ويقحمه.
ب) مركب موجب الشحنة يرتبط بنشاط بوليميراز الدنا.
ج) مركب سالب الشحنة إلى الحمض النووي ويؤدي إلى تغيير طبيعته.
د) مركب سالب الشحنة يرتبط بالهيستونات

9) تنص قواعد Chargaff على أن عدد البيورينات والبيريميدينات متساوية (A + G = T + C) في أي جزيئات DNA مزدوجة الشريطة. قام Watson and Crick لاحقًا بحل بنية أزواج قاعدة الحمض النووي والنيتروجين. أي من قواعد الاقتران الأساسية التالية صحيحة:
أ) أزواج الأدينين مع أزواج الجوانين والثايمين مع السيتوزين
ب) أزواج الأدينين مع أزواج الثايمين والجوانين مع السيتوزين
ج) أزواج الأدينين مع أزواج السيتوزين والجوانين مع الثايمين
د) اقتران قاعدة الحمض النووي غير محدد

10) يحدث تكرار الحمض النووي بطريقة شبه محافظة مما يعني
أ) خليتان ابنتيتان مع واحدة تتكون من DNA الوالدين الحلزوني المزدوج ، والبعض الآخر يحتوي على DNA مركب حديثًا.
ب) خليتان ابنتان تتكون كل منهما من خيط أبوي واحد وحمض نووي حديث الصنع.
ج) خليتان ابنتان تتكون كل منهما من نصف أبوي ونصف آخر من DNA مركب حديثًا ناتج عن التقاطع.
د) لا شيء مما سبق

11) أي مما يلي هو السمة المميزة لتكرار الحمض النووي
أ) تكرار الحمض النووي هو قالب موجه
ب) يتطلب تكاثر الحمض النووي (DNA) بادئات قصيرة من الحمض النووي الريبي (RNA)
ج) تكرار الحمض النووي عملية دقيقة للغاية
د. كل ما ورداعلاه

12) في بدائيات النوى ، يبدأ تكرار الحمض النووي في موقع واحد غني بتسلسل النوكليوتيدات AT ، حيث يتم فك خيطين وفصلهما. هذه العملية المعتمدة على ATP يتم تحفيزها بواسطة بروتين
أ) بروتين DnaA
ب) بروتين ربط حبلا واحد
ج) بوليميراز الدنا
د) توبويزوميراز

14) نظرًا لفصل خيوط اللولب المزدوج ، فإن الالتفاف الفائق الإيجابي يتداخل مع مزيد من فك الحمض النووي. أي من الإنزيمات التالية تكسر خيطًا من الحمض النووي لتحرير الالتفاف الفائق وتسهيل حدوث التكاثر؟
أ) بروتين DnaA
ب) بروتين ربط أحادي الخيط
ج) بوليميراز الدنا
د) توبويزوميراز

15) أي من الإنزيم التالي له قدرة فريدة على إدخال الالتفاف الإيجابي والسلبي للحمض النووي ، وهل هو الهدف من العوامل المضادة للبكتيريا مثل سيبروفلوكساسين / كينولونات؟
أ) بروتين DnaA
ب) هيليكاز الحمض النووي
ج) DNA gyrase
د) بوليميراز الدنا

16) تكرار الحمض النووي هو ثنائي الاتجاه ومضاد للتوازي. أي من العبارات خطأ فيما يتعلق بتكرار الحمض النووي؟
أ) يحدث تركيب الحمض النووي ، أي إضافة النوكليوتيدات من موضع 5'-3 '
ب) يكون تخليق الحمض النووي شبه مستمر مع خيط رئيسي مستمر وخيط متخلف متقطع.
ج) يحدث تركيب الخيوط الرائدة والمتأخرة في وقت واحد
د) لا شيء مما سبق

17) إن إنزيم DNA polymerase عبارة عن إنزيم موجه بالقالب يصنع خيطًا مكملًا جديدًا من خيط رئيسي ولكنه يتطلب تسلسل نوكليوتيد قصير موجود لاستطالة. أي من الإنزيم التالي مطلوب لتركيب هذا التمهيدي؟
أ) Primase / RNA polymerase
ب) سينسيز الحمض النووي الريبي
ج) تركيب الحمض النووي
د) هيليكاز

18) يمتلك DNA polymerase III holoenzyme:
أ) نشاط البلمرة فقط
ب) 3 & # 8217 & # 8594 5 & # 8217 نشاط نوكلياز داخلي
ج) 3 & # 8217 & # 8594 5 & # 8217 نشاط نوكلياز خارجي وأنشطة البوليميراز
د) 5 & # 8217 & # 8594 3 & # 8217 نشاط نوكلياز خارجي

أ) إن إنزيم بوليميراز الدنا هو إنزيم معالج للغاية.
ب) يمتلك DNA polymerase III نشاط بوليميريز 5'-3 'مطلوب للاستطالة.
ج) يمتلك DNA polymerase III نشاط نوكلياز خارجي 3'-5 'مهم للحفاظ على الإخلاص.
د. كل ما ورداعلاه

20) في بدائيات النوى ، تتم إزالة التمهيدي RNA من الخيط المتأخر واستبداله بتسلسل DNA. يتم تحفيز هذه العملية بواسطة إنزيم. التي تمتلك نشاط نوكلياز خارجي 5'-3 'ونشاط بوليميريز 5'-3'.
أ) بوليميريز الحمض النووي أنا
ب) DNA polymerase II
ج) DNA polymerase III
د) DNA polymerase IV

21) في حقيقيات النوى ، فإن DNA polymerase alpha عبارة عن إنزيم متعدد الوحدات له وظائف مختلفة. يشملوا:
أ) استطالة الخيط الرئيسي
ب) 3'-5 'نشاط نوكلياز خارجي
ج) بدء وتوليف RNA التمهيدي
د) عالية المعالجة

22) في حقيقيات النوى ، أي من بوليميراز الدنا التالي شديد المعالجة ومطلوب لمرحلة الاستطالة لتكرار الحمض النووي؟
أ) بول ألفا
ب) بول بيتا
ج) بول جاما
د) بول دلتا

23) في حقيقيات النوى ، أي من بوليميريز الدنا التالي مطلوب لتكرار الحمض النووي في الميتوكوندريا؟
أ) بول ألفا
ب) بول بيتا
ج) بول جاما
د) بول دلتا

24) التيلوميرات هي التسلسل المتكرر لـ T و G الموجودة في حقيقيات النوى لحماية الانقسام العشوائي من نوكليازات. يتم تصنيع هذه التيلوميرات بواسطة إنزيم التيلوميراز. أي مما يلي هو خصائص إنزيم تيلوميراز؟
أ) التيلوميراز هو إنزيم النسخ العكسي
ب) يتكون التيلوميراز من تسلسل الحمض النووي الريبي الذي يعمل كقالب
ج) بعد الانتهاء من كل دورة ، ينتقل الإنزيم تيلوميراز إلى 3 نهاية من الحمض النووي لتكوين تسلسل متكرر.
د. كل ما ورداعلاه


محتويات

تعتمد البكتيريا على اقتران ترجمة النسخ من أجل سلامة الجينوم وإنهاء النسخ والتحكم في استقرار mRNA. وبالتالي ، فإن التعطيل الاصطناعي لاقتران الترجمة النسخ يضعف ملاءمة البكتيريا. بدون الاقتران ، تتعرض سلامة الجينوم للخطر حيث تتداخل معقدات النسخ المتوقفة مع تكرار الحمض النووي وتحفز فواصل الحمض النووي. [4] يؤدي عدم وجود اقتران إلى إنهاء النسخ المبكر ، ويرجع ذلك على الأرجح إلى زيادة ارتباط عامل الإنهاء Rho. [5] يتم تسريع تدهور mRNAs بدائية النواة بفقدان الترجمة المقترنة بسبب زيادة توافر المواقع المستهدفة لـ RNase E. [6] كما تم اقتراح أن اقتران النسخ بالترجمة هو آلية مهمة لمنع تكوين R- الضار. الحلقات. [7] بينما من المحتمل أن يكون اقتران ترجمة النسخ سائدًا عبر الكائنات بدائية النواة ، إلا أنه لا تعتمد عليه جميع الأنواع. على عكس الإشريكية القولونية، في العصوية الرقيقة يتخطى النسخ الترجمة بشكل كبير ، وبالتالي لا يحدث الاقتران. [8]

تعزز الترجمة استطالة النسخ وتنظم إنهاء النسخ. الاقتران الوظيفي بين النسخ والترجمة ناتج عن التفاعلات الفيزيائية المباشرة بين الريبوسوم وبوليميراز الحمض النووي الريبي ("معقد تعبيري") ، والتغيرات المعتمدة على الريبوسوم في البنية الثانوية للـ mRNA الناشئة التي تؤثر على نشاط بوليميريز الحمض النووي الريبي (على سبيل المثال "التوهين") ، والمعتمد على الريبوسوم التغييرات على توافر mRNA الوليدة لعامل إنهاء النسخ Rho ("القطبية").

Expressome معقدة تحرير

التعبير السريع هو مركب فوق جزيئي يتكون من بوليميريز RNA وريبوسوم لاحق مرتبط بنسخة mRNA مشتركة. يتم دعمه بواسطة عوامل النسخ NusG و NusA ، والتي تتفاعل مع كل من بوليميريز RNA والريبوسوم لربط المجمعات معًا. [9] [10] [11] عندما يقترن بعامل النسخ NusG ، فإن الريبوسوم يربط mRNA المركب حديثًا ويمنع تكوين الهياكل الثانوية التي تمنع النسخ. [9] تكوين معقد تعبيري يساعد أيضًا في استطالة النسخ عن طريق الريبوسوم المتخلف الذي يعارض التتبع الخلفي لبوليميراز الحمض النووي الريبي. [12] [13] تم تحديد النماذج ثلاثية الأبعاد من معقدات الريبوسوم-الرنا بوليميراز إكسبرسوم بواسطة الفحص المجهري بالتبريد الإلكتروني. [14] [10] [11] [9]

تحرير التوهين بوساطة الريبوسوم

التوهين بوساطة الريبوسوم هو آلية تعبير جيني يتم فيها تنظيم إشارة إنهاء النسخ عن طريق الترجمة. [15] [16] [17] يحدث التوهين في بداية بعض الأوبرايل بدائية النواة في تسلسلات تسمى "المخففات" ، والتي تم تحديدها في عمليات ترميز إنزيمات التخليق الحيوي للأحماض الأمينية ، وإنزيمات التخليق الحيوي للبيريميدين وعوامل مقاومة المضادات الحيوية. يعمل المخفف عبر مجموعة من عناصر تسلسل mRNA التي تنسق حالة الترجمة إلى إشارة إنهاء النسخ:

  • إطار قراءة قصير مفتوح يشفر "الببتيد القائد"
  • تسلسل وقفة النسخ
  • منطقة تحكم
  • إشارة إنهاء النسخ

بمجرد نسخ بداية إطار القراءة المفتوح الرئيسي ، تتوقف بوليميراز الحمض النووي الريبي مؤقتًا بسبب طي mRNA الناشئ. يمنح هذا الاعتقال المبرمج للنسخ وقتًا لبدء ترجمة الببتيد القائد ، واستئناف النسخ بمجرد اقترانها بالترجمة. ثم تعدل "منطقة التحكم" المصب معدل استطالة إما الريبوسوم أو بوليميراز الحمض النووي الريبي. يعتمد العامل الذي يحدد ذلك على وظيفة جينات المصب (على سبيل المثال ، تحتوي إنزيمات ترميز الأوبرا المشاركة في تخليق الهيستيدين على سلسلة من أكواد الهيستيدين هي منطقة التحكم). يتمثل دور منطقة التحكم في تعديل ما إذا كان النسخ لا يزال مقترنًا بالترجمة اعتمادًا على الحالة الخلوية (على سبيل المثال ، يؤدي قلة توافر الهيستيدين إلى إبطاء الترجمة مما يؤدي إلى فك الارتباط ، بينما يسمح التوفر العالي للحامض الهيستيدين بالترجمة الفعالة ويحافظ على الاقتران). أخيرًا ، يتم نسخ تسلسل فاصل النسخ. ما إذا كان النسخ مقترنًا بالترجمة يحدد ما إذا كان هذا يتوقف عن النسخ. يتطلب المنهي طي الرنا المرسال ، ومن خلال فك هياكل الرنا المرسال ، يختار الريبوسوم تشكيل أي من بنيتين بديلتين: المنهي ، أو الطية المتنافسة التي يطلق عليها "مضاد الإنهاء".

بالنسبة لأوبرونات التخليق الحيوي للأحماض الأمينية ، فإنها تسمح لآلية التعبير الجيني أن تستشعر وفرة الأحماض الأمينية التي تنتجها الإنزيمات المشفرة ، وتعديل مستوى التعبير الجيني المصب وفقًا لذلك: يحدث النسخ فقط إذا كانت وفرة الأحماض الأمينية منخفضة والطلب على وبالتالي فإن الإنزيمات عالية. تشمل الأمثلة الهيستيدين (له) [18] [19] وتريبتوفان (trp) [20] أوبرا تخليق حيوي.

تم تقديم مصطلح "التوهين" لوصف له أوبرون. [18] بينما يستخدم عادة لوصف عوامل التخليق الحيوي للأحماض الأمينية والمستقلبات الأخرى ، تم تحديد إنهاء النسخ المبرمج الذي لا يحدث في نهاية الجين لأول مرة في العاثية. [21] كان اكتشاف التوهين مهمًا لأنه يمثل آلية تنظيمية متميزة عن القمع. [22] [23] إن trp يتم تنظيم التشغيل من خلال كل من التوهين والقمع ، وكان أول دليل على أن آليات تنظيم التعبير الجيني يمكن أن تكون متداخلة أو زائدة عن الحاجة. [17]

تحرير القطبية

"القطبية" هي آلية للتعبير الجيني حيث ينتهي النسخ قبل الأوان بسبب فقدان الاقتران بين النسخ والترجمة. يفوق النسخ الترجمة عندما يتوقف الريبوسوم مؤقتًا [24] أو يواجه كودون توقف سابق لأوانه. [25] هذا يسمح لعامل إنهاء النسخ Rho بربط mRNA وإنهاء تخليق mRNA. وبالتالي ، فإن الجينات الموجودة في المصب في الأوبرون لا يتم نسخها ، وبالتالي لا يتم التعبير عنها. يعمل القطبية كمراقبة جودة mRNA ، مما يسمح بإنهاء النصوص غير المستخدمة قبل الأوان ، بدلاً من توليفها وتدهورها. [26]

تم تقديم مصطلح "القطبية" لوصف الملاحظة التي تشير إلى أن ترتيب الجينات داخل الأوبرون مهم: أي طفرة غير منطقية داخل الجين المنبع تؤثر على نسخ الجينات النهائية. [25] علاوة على ذلك ، فإن موضع الطفرة غير المنطقية داخل الجين الرئيسي يعدل "درجة القطبية" ، مع حدوث طفرات لا معنى لها في بداية الجينات الأولية التي تمارس قطبية أقوى (نسخ أقل) على الجينات النهائية.

على عكس آلية التوهين ، التي تتضمن إنهاءًا جوهريًا للنسخ في مواقع مبرمجة محددة جيدًا ، تعتمد القطبية على Rho ويحدث الإنهاء في موضع متغير.

تم التعرف على إمكانية النسخ والترجمة لتنظيم بعضهما البعض من قبل فريق مارشال نيرنبرغ ، الذي اكتشف أن العمليات مرتبطة ماديًا من خلال تكوين مركب DNA-الريبوسوم. [27] [28] كجزء من جهود مجموعة نيرنبرغ لتحديد الشفرة الجينية التي تقوم عليها تخليق البروتين ، كانوا روادًا في استخدام تفاعلات تخليق البروتينات المختبرية الخالية من الخلايا. كشف تحليل هذه التفاعلات أن تخليق البروتين يعتمد على الرنا المرسال ، وأن تسلسل الرنا المرسال يحدد بدقة تسلسل منتج البروتين. لهذا العمل في كسر الشفرة الجينية ، حصل نيرنبرغ على جائزة نوبل في علم وظائف الأعضاء أو الطب في عام 1968. وبعد إثبات أن النسخ والترجمة مرتبطان كيميائيًا حيويًا (تعتمد الترجمة على ناتج النسخ) ، بقي سؤال معلق حول ما إذا كانا مرتبط ماديًا - سواء كان الرنا المرسال المركب حديثًا المنطلق من الحمض النووي قبل ترجمته ، أو إذا كان يمكن أن تحدث الترجمة بالتزامن مع النسخ. كشفت الصور المجهرية الإلكترونية لتفاعلات تخليق البروتين الخالي من الخلايا الملوثة عن تجمعات متفرعة ترتبط فيها سلاسل الريبوسومات بألياف الحمض النووي المركزية. [28] تم عزل الحمض النووي من الخلايا البكتيرية مع الريبوسومات ، مما يدعم الاستنتاج القائل بأن النسخ والترجمة يحدثان معًا. [27] يمكن ملاحظة الاتصال المباشر بين الريبوسومات وبوليميراز الحمض النووي الريبي في هذه الصور المجهرية المبكرة. [3] تمت الإشارة إلى إمكانية التنظيم المتزامن للنسخ والترجمة عند هذا التقاطع في عمل نيرنبرغ منذ عام 1964. [27]


محتويات

تنقسم القبعات تقليديًا إلى فئتين مختلفتين بناءً على توطينها دون الخلوي. [1] تقع القبعات من النوع أ في النواة وتشارك في تنظيم التعبير الجيني من خلال أستلة الهيستونات النووية في سياق الكروماتين. [2] أنها تحتوي على برومودومين ، مما يساعدهم على التعرف على بقايا ليسين الأسيتيل والارتباط بها على ركائز هيستون. Gcn5 و p300 / CBP و TAFII250 هي بعض الأمثلة من النوع A HATs التي تتعاون مع المنشطات لتعزيز النسخ. تقع القبعات من النوع B في السيتوبلازم وهي مسؤولة عن أسيتيل الهستونات المركبة حديثًا قبل تجميعها في الجسيمات النووية. تفتقر هذه القبعات إلى مجال برومودين ، حيث إن أهدافها غير محددة الأسيتيل. تتم إزالة مجموعات الأسيتيل المضافة بواسطة النوع B HATs إلى الهستونات بواسطة HDACs بمجرد دخولها النواة ودمجها في الكروماتين. Hat1 هو أحد الأمثلة القليلة المعروفة لنوع B HAT. [3] على الرغم من هذا التصنيف التاريخي لـ HATs ، فإن بعض بروتينات HAT تعمل في مجمعات أو مواقع متعددة وبالتالي لن تتناسب بسهولة مع فئة معينة. [4]

Gcn5 ذات الصلة نتحرير-acetyltransferases (GNATs)

يمكن تجميع القبعات في عدة عائلات مختلفة بناءً على التناظر المتسلسل بالإضافة إلى السمات الهيكلية المشتركة والأدوار الوظيفية. الملف ذو الصلة بـ Gcn5 نتشمل عائلة أسيتيل ترانسفيراز (GNAT) Gcn5 و PCAF و Hat1 و Elp3 و Hpa2 و Hpa3 و ATF-2 و Nut1. تتميز HATs هذه عمومًا بوجود البرومودومين ، وقد تم العثور عليها لأسيتيل بقايا اللايسين على الهستونات H2B و H3 و H4. [1] يتميز جميع أعضاء عائلة GNAT بما يصل إلى أربعة أشكال محفوظة (A-D) موجودة في مجال HAT التحفيزي. يتضمن ذلك الشكل A الأكثر حفظًا ، والذي يحتوي على تسلسل Arg / Gln-X-X-Gly-X-Gly / Ala المهم للتعرف على acetyl-CoA وربطها. [3] تم العثور على شكل C في معظم GNATs ، لكنه غير موجود في غالبية القبعات المعروفة الأخرى. [4] الخميرة Gcn5 (التحكم العام nonderepressible-5) HAT هي واحدة من أفضل أفراد هذه العائلة تميزًا. لديها أربعة مجالات وظيفية ، بما في ذلك المجال الطرفي N ، والمجال التحفيزي المحفوظ بدرجة عالية (HAT) ، ومجال التفاعل Ada2 ، و bromodomain C- طرفي. PCAF (العامل المرتبط بـ p300 / CBP) و GCN5 هي ثدييات GNAT تشترك في درجة عالية من التماثل خلال تسلسلها. تحتوي هذه البروتينات على منطقة طرفي N بها 400 بقايا وهي غائبة في الخميرة Gcn5 ، لكن وظائف HAT الخاصة بها محفوظة تطوريًا فيما يتعلق بالأخير. كان Hat1 أول بروتين HAT يتم التعرف عليه. إنه مسؤول عن معظم نشاط HAT السيتوبلازمي في الخميرة ، وهو يرتبط بقوة بهستون H4 بحكم ارتباطه بوحدة فرعية إضافية ، Hat2. Elp3 هو مثال على نوع A HAT الموجود في الخميرة. إنه جزء من إنزيم RNA polymerase II holoenzyme ويلعب دورًا في استطالة النسخ.

MYST HATs تحرير

تم تسمية عائلة MYST من HATs على اسم أعضائها المؤسسين الأربعة MOZ و Ybf2 (Sas3) و Sas2 و Tip60. [1] من بين الأعضاء المهمين الآخرين Esa1 و MOF و MORF و HBO1. تتميز HATs هذه عادةً بوجود أصابع الزنك ونطاقات الصبغيات ، وقد تم العثور عليها لأسيتيل بقايا ليسين على هيستون H2A و H3 و H4. تحتوي العديد من بروتينات عائلة MYST على أصابع الزنك بالإضافة إلى الحافز A المحفوظ للغاية الموجود بين GNATs الذي يسهل ارتباط acetyl-CoA. [3] منطقة غنية بالسيستين تقع في الطرف N من مجال HAT لبروتينات MYST تشارك في الارتباط بالزنك ، وهو أمر ضروري لنشاط HAT. [5] كان Tip60 (بروتين Tat-Interactive ، 60 كيلو دالتون) أول فرد من عائلة MYST يُظهر نشاط HAT. Sas3 الموجود في الخميرة هو متماثل لـ MOZ (بروتين إصبع الزنك اللوكيميا أحادي الخلية) ، وهو أحد الأورام الموجودة في البشر. كان Esa1 أول قبعة أساسية توجد في الخميرة ، و MOF هو نظيرتها في ذباب الفاكهة. نشاط HAT لهذا الأخير مطلوب للنسخ المزدوج للكروموسوم X الذكر (تعويض الجرعة) في الذباب. كان HBO1 البشري (HAT مرتبط بـ ORC1) هو أول HAT يظهر لربطه بمكونات أصل مجمع النسخ المتماثل. يُظهر MORF (العامل المرتبط بـ MOZ) تماثلًا وثيقًا جدًا مع MOZ طوال طوله بالكامل. [4] يحتوي على منطقة قمع N-terminal التي تقلل من نشاط HAT في المختبر بالإضافة إلى مجال تنشيط C- طرفي وظيفي في غياب مجال HAT.

تحرير الآخرين

بالإضافة إلى تلك الأعضاء في عائلات GNAT و MYST ، هناك العديد من البروتينات الأخرى الموجودة عادةً في حقيقيات النوى الأعلى التي تظهر نشاط HAT. وتشمل هذه p300 / CBP ، مُحفِّزات المستقبلات النووية (على سبيل المثال ، ACTR / SRC-1) ، TAFII250 و TFIIIC و Rtt109 و CLOCK. p300 / CBP خاصة بالميتازوان [6] وتحتوي على العديد من مناطق أصابع الزنك ، ومجال برومودومين ، ومجال تحفيزي (HAT) ، ومناطق تتفاعل مع عوامل النسخ الأخرى. [3] الأهم من ذلك ، أن مجال HAT لا يُظهر أي تماثل متسلسل مع HATs الأخرى المعروفة ، [7] وهو مطلوب لـ p300 / CBP لتعمل في تنشيط النسخ. [3] بالإضافة إلى ذلك ، تحتوي هذه البروتينات على العديد من أشكال مجال HAT (A و B و D) التي تشبه تلك الموجودة في GNATs. لديهم أيضًا فكرة جديدة E تتماثل مع التسلسلات في مجالات HAT الخاصة بـ GNATs. TFIIIC هو أحد عوامل النسخ العامة المشاركة في النسخ بوساطة RNA polymerase III. ثبت أن ثلاثة مكونات في البروتين البشري تمتلك نشاط HAT مستقل (hTFIIIC220 و hTFIIIC110 و hTFIIIC90). [8] Rtt109 عبارة عن قبعة خاصة بالفطريات تتطلب الارتباط ببروتينات هيستون المرافقة للنشاط. [6] أنشطة HAT للإنسان TAFII250 و CLOCK coactivators لم يتم دراستها على نطاق واسع. تافII250 هي واحدة من الوحدات الفرعية للعوامل المرتبطة بـ TBP لـ TFIID ، وهي تشترك في نمط Gly-X-Gly مع Gcn5 المهم لنشاط HAT. [4] CLOCK هو منظم رئيسي للإيقاع اليومي يعمل مع BMAL1 لتنفيذ نشاط HAT الخاص به. [9]

تحرير المُنشّطات المُستقبِلة النووية

ثلاثة مُنشّطات مهمة للمستقبلات النووية التي تعرض نشاط HAT هي SRC-1 و ACTR و TIF-2. من المعروف أن SRC-1 البشري (مُنشّط مستقبل الستيرويد -1) يتفاعل مع p300 / CBP و PCAF ، ويقع مجال HAT الخاص به في منطقته الطرفية C. يشترك ACTR (المعروف أيضًا باسم RAC3 و AIB1 و TRAM-1 في البشر) في تجانس تسلسل كبير مع SRC-1 ، لا سيما في منطقتي N-terminal و C-terminal (HAT) وكذلك في مجالات تفاعل المستقبِل والمنشط . [4] يتفاعل ACTR أيضًا مع p300 / CBP و PCAF. يمكن أن يمنع الأول ACTR من الارتباط بمستقبله وتنشيطه عن طريق أسيتيله في مجال تفاعل المستقبل الخاص به. TIF-2 (العامل الوسيط النسخي 2 المعروف أيضًا باسم GRIP1) هو مُنشِط آخر لمستقبل نووي مع نشاط HAT ، ويتفاعل أيضًا مع p300 / CBP.

ويرد أدناه جدول يلخص العائلات المختلفة للقبعات مع أعضائها المرتبطين بها ، والكائنات الأصلية ، والمجمعات متعددة الوحدات الفرعية ، وركائز هيستون ، والميزات الهيكلية. [1] [4] [6] [8] [10] [11] [12] [13] [14] [15]

أسرة الكائن الحي المجمعات المصاحبة خصوصية الركيزة السمات الهيكلية
GNAT
Gcn5 S. cerevisiae ساجا ، سليك (سالسا) ، أدا ، هات- A2 H2B، H3، (H4) برومودومين
GCN5 D. melanogaster SAGA ، ATAC H3 ، H4 برومودومين
GCN5 H. العاقل STAGA ، TFTC H3، (H4، H2B) برومودومين
PCAF H. العاقل PCAF H3 ، H4 برومودومين
قبعة 1 S. cerevisiae - H. sapiens HAT-B ، NuB4 ، HAT-A3 H4، (H2A)
Elp3 S. cerevisiae مستطيل H3، H4، (H2A، H2B)
هبا 2 S. cerevisiae HAT-B H3 ، H4
هبا 3 S. cerevisiae H3 ، H4
ATF-2 S. cerevisiae - H. sapiens H2B ، H4
الجوز 1 S. cerevisiae وسيط H3 ، H4
ميست
عيسى 1 S. cerevisiae NuA4 ، بيكولو NuA4 H2A، H4، (H2B، H3) كرومودومين
ساس 2 S. cerevisiae SAS ، NuA4 H4، (H2A، H3)
Sas3 (Ybf2) S. cerevisiae NuA3 H3، (H4، H2A)
تلميح 60 H. العاقل Tip60 ، NuA4 H2A، H4، (H3) كرومودومين
وزارة المالية D. melanogaster MSL H4، (H2A، H3) كرومودومين
موز H. العاقل MSL H3 ، H4
ذكر أم أنثى H. العاقل MSL H3 ، H4
HBO1 H. العاقل مسخ H3 ، H4
p300 / CBP
ص 300 H. العاقل H2A ، H2B ، H3 ، H4 برومودومين
CBP H. العاقل H2A ، H2B ، H3 ، H4 برومودومين
SRC (محفزات مستقبلات نووية)
SRC-1 H. العاقل ACTR / SRC-1 H3 ، H4
ACTR (RAC3 ، AIB1 ، TRAM-1 ، SRC-3) H. العاقل ACTR / SRC-1 H3 ، H4
TIF-2 (GRIP1) H. العاقل H3 ، H4
آخر
تافII250 (تاف 1) S. cerevisiae - H. sapiens TFIID H3، H4، (H2A) برومودومين
TFIIIC (p220، p110، p90) H. العاقل TFIIIC H2A ، H3 ، H4
آر تي تي 109 S. cerevisiae مرافقة هيستون H3
ساعة H. العاقل H3 ، H4

بشكل عام ، تتميز القبعات بمنطقة جوهرية محفوظة هيكليًا تتكون من صفائح β ثلاثية الجديلة متبوعة بحلزون α طويل موازٍ ويمتد جانبًا واحدًا منها. [5] [6] المنطقة الأساسية ، التي تتوافق مع الأشكال A و B و D لبروتينات GNAT ، [3] محاطة على جوانب متقابلة بمقاطع α / الطرفية N و C الفريدة من الناحية الهيكلية لـ a نظرا لعائلة HAT. [5] [6] يشكل اللب المركزي والأجزاء المحيطة معًا شقًا فوق الأول ، حيث يمكن أن ترتبط ركائز الهيستون قبل التحفيز. [6] في حين أن المجال الأساسي المركزي (الحافز A في GNATs) متورط في ربط وتحفيز أسيتيل CoA ، فإن المقاطع الطرفية N و C تساعد في ربط ركائز هيستون. [5] الميزات الفريدة المتعلقة بتسلسل و / أو بنية المناطق الطرفية N و C لعائلات مختلفة من HAT قد تساعد في تفسير بعض الاختلافات الملحوظة بين HATs في خصوصية ركيزة هيستون. لوحظ أن ارتباط CoA يوسع أخدود ربط هيستون في اللب المركزي عن طريق تحريك الجزء C-terminal من Gcn5 إلى الخارج. بالإضافة إلى ذلك ، نظرًا لأن الاتصالات بين CoA والبروتين تسهل تكوين اتصالات بروتين هيستون مواتية ، فمن المحتمل أن يسبق ارتباط CoA ارتباط هيستون في الجسم الحي.

عائلات GNAT و MYST تحرير

تتميز HATs في عائلة GNAT بشكل ملحوظ بنطاق HAT الذي يحتوي على 160 وحدة بنائية تقريبًا ونطاق برومود C- طرفي ، والذي يرتبط بمخلفات ليسين الأسيتيل. [5] هؤلاء في عائلة MYST لديهم نطاقات HAT يبلغ طولها حوالي 250 وحدة بنائية. تحتوي العديد من بروتينات MYST أيضًا على مجال ربط بالزنك غني بالسيستين داخل منطقة HAT بالإضافة إلى كرومودومين N- طرفي ، والذي يرتبط ببقايا ليسين مميثل.

على نطاق أوسع ، تُظهر هياكل المجالات التحفيزية لبروتينات GNAT (Gcn5 ، PCAF) طية كروية α / مختلطة مع ما مجموعه خمسة α-helices وستة-جدائل. [3] الهيكل العام يشبه الملزمة ، مع اللب المركزي للبروتين في القاعدة والقطاعات N- و C- الطرفية على الجانبين.

P300 / تحرير عائلة CBP

تحتوي القبعات p300 / CBP على نطاقات HAT أكبر (حوالي 500 وحدة بنائية) من تلك الموجودة في عائلات GNAT و MYST. [5] تحتوي أيضًا على البرومودومين بالإضافة إلى ثلاثة مجالات غنية بالسيستين / الهيستيدين والتي يُعتقد أنها تتوسط التفاعلات مع البروتينات الأخرى. يتميز هيكل p300 / CBP بمجال كروي ممدود ، والذي يحتوي على سبعة شرائح β في الوسط محاطة بتسع حلزونات α والعديد من الحلقات. [7] يتم الحفاظ على بنية المنطقة المركزية المركزية المرتبطة بربط أسيتيل CoA فيما يتعلق بـ GNAT و MYST HAT ، ولكن هناك العديد من الاختلافات الهيكلية في المناطق المحيطة بهذا النواة المركزية. بشكل عام ، تتوافق البيانات الهيكلية مع حقيقة أن p300 / CBP HATs أكثر اختلاطًا من GNAT و MYST HATs فيما يتعلق بربط الركيزة.

تحرير Rtt109

تشبه بنية Rtt109 بنية p300 ، على الرغم من وجود هوية تسلسلية بنسبة 7 ٪ فقط بين البروتينين. [7] هناك سبعة صفائح β محاطة بحلزونات α بالإضافة إلى حلقة متضمنة في ربط ركيزة أسيتيل CoA. على الرغم من الهيكل المحفوظ ، فإن Rtt109 و p300 / CBP فريدان من الناحية الوظيفية. على سبيل المثال ، موقع ربط الركيزة السابق يشبه إلى حد كبير موقع GNAT و MYST HAT. بالإضافة إلى ذلك ، فإن البقايا الموجودة في الموقع النشط لكل إنزيم متميزة ، مما يشير إلى أنها تستخدم آليات تحفيزية مختلفة لنقل مجموعة الأسيتيل.

تتضمن الآلية الأساسية المحفزة بواسطة HATs نقل مجموعة الأسيتيل من acetyl-CoA إلى المجموعة الأمينية ε من سلسلة جانبية ليسين مستهدفة داخل هيستون. [6] تستخدم عائلات مختلفة من القبعات استراتيجيات فريدة من أجل إحداث مثل هذا التحول.

تحرير عائلة GNAT

يمتلك أفراد عائلة GNAT بقايا غلوتامات محفوظة تعمل كقاعدة عامة لتحفيز الهجوم المحب للنيوكليوفيلي لأمين ليسين على رابطة ثيويستر أسيتيل- CoA. [6] تستخدم هذه القبعات آلية ثنائية ثنائية متسلسلة مرتبة حيث يجب أن ترتبط كلتا الركائز (الأسيتيل- CoA والهيستون) لتشكيل معقد ثلاثي مع الإنزيم قبل أن يحدث التحفيز. يرتبط Acetyl-CoA أولاً ، متبوعًا بركيزة هيستون. تعمل بقايا الغلوتامات المحفوظة (Glu173 في الخميرة Gcn5) على تنشيط جزيء الماء لإزالة بروتون من مجموعة الأمين على اللايسين ، والذي ينشطه للهجوم المباشر للنيوكليوفيليك على الكربونيل الكربوني لأسيتيل CoA المرتبط بالإنزيم. بعد التفاعل ، يتم إطلاق هيستون الأسيتيل أولاً متبوعًا بـ CoA. [3] [6]

عائلة مايست تحرير

كشفت الدراسات التي أجريت على الخميرة Esa1 من عائلة MYST من HATs عن آلية تنس الطاولة تتضمن غلوتامات محفوظة وبقايا السيستين. [16] يتضمن الجزء الأول من التفاعل تكوين وسيط تساهمي حيث تتحول بقايا السيستين إلى أسيتيل عقب هجوم محبة للنيوكليوفيلي من هذه البقايا على الكربون الكاربوني لأسيتيل CoA. بعد ذلك ، تعمل بقايا الجلوتامات كقاعدة عامة لتسهيل نقل مجموعة الأسيتيل من السيستين إلى ركيزة هيستون بطريقة مماثلة للآلية التي تستخدمها GNATs. عندما يتم تجميع Esa1 في مجمع piccolo NuA4 ، فإنه يفقد اعتماده على بقايا السيستين للتحفيز ، مما يشير إلى أن التفاعل قد يستمر عبر آلية ثنائية ثنائية ثنائية عندما يكون الإنزيم جزءًا من مركب متعدد البروتينات ذي صلة من الناحية الفسيولوجية.

P300 / تحرير عائلة CBP

في p300 البشري ، يعمل Tyr1467 كحمض عام ويساعد Trp1436 في توجيه بقايا اللايسين المستهدفة من ركيزة هيستون إلى الموقع النشط. [6] يتم حفظ هاتين البقايا بشكل كبير في عائلة p300 / CBP HAT ، وعلى عكس الإنزيمات في عائلات GNAT و MYST ، لا يستخدم p300 قاعدة عامة للحفز. بدلاً من ذلك ، من المحتمل أن يستخدم أفراد عائلة p300 / CBP آلية نقل الأسيتيل Theorell-Chance (أي "الضرب والتشغيل").

تحرير Rtt109

من المحتمل أن يستخدم Rtt109 آلية مختلفة عن تلك الخاصة بـ HATs الأخرى. [7] يمتلك إنزيم الخميرة نشاطًا تحفيزيًا منخفضًا جدًا في غياب بروتينات هيستون المرافقة Asf1 و Vps75 ، والتي قد تشارك في توصيل ركائز هيستون إلى الإنزيم من أجل الأستلة. [6] Moreover, a general acid or base have not yet been identified for this HAT.

The structures of several HAT domains bound to acetyl-CoA and histone substrate peptides reveal that the latter bind across a groove on the protein that is formed by the central core region at the base and is flanked on opposite sides by the variable N- and C-terminal segments that mediate the majority of the interactions with the substrate peptide. [6] It is likely that these variable regions are at least in part responsible for the observed specificity of different HATs for various histone substrates.

Members of the GNAT and MYST families as well as Rtt109 exhibit greater substrate selectivity than p300/CBP, which is rather promiscuous with regard to substrate binding. [6] Whereas it appears that only three to five residues on either side of the lysine to be acetylated are necessary for effective substrate binding and catalysis by members of the GNAT and p300/CBP families, more distal regions of the substrate may be important for efficient acetylation by MYST family HATs. [17]

Lysine selectivity Edit

Different HATs, usually in the context of multisubunit complexes, have been shown to acetylate specific lysine residues in histones.

GNAT family Edit

Gcn5 cannot acetylate nucleosomal histones in the absence of other protein factors. [4] In the context of complexes like SAGA and ADA, however, Gcn5 is able to acetylate H3K14 among other sites within histones H2B, H3, and H4 (e.g., H3K9, H3K36, H4K8, H4K16). [2] [3] [5] [17] Both Gcn5 and PCAF have the strongest site preference for H3K14, either as a free histone or within a nucleosome. [3] [5] Hat1 acetylates H4K5 and H4K12, and Hpa2 acetylates H3K14 في المختبر. [3] [4]

MYST family Edit

In flies, acetylation of H4K16 on the male X chromosome by MOF in the context of the MSL complex is correlated with transcriptional upregulation as a mechanism for dosage compensation in these organisms. [1] In humans, the MSL complex carries out the majority of genome-wide H4K16 acetylation. In the context of their cognate complexes, Sas2 (SAS) and Esa1 (NuA4) also carry out acetylation of H4K16, in particular in the telomere regions of chromosomes. Sas2 is also observed to acetylate H3K14 في المختبر on free histones. [10] Esa1 can also acetylate H3K14 في المختبر on free histones as well as H2AK5, H4K5, H4K8, and H4K12 either في المختبر أو في الجسم الحي on nucleosomal histones. H2AK7 and H2BK16 are also observed to be acetylated by Esa1 في الجسم الحي. Notably, neither Sas2 nor Esa1 can acetylate nucleosomal histones في المختبر as a free enzyme. This happens to be the case as well for Sas3, which is observed to acetylate H3K9 and H3K14 في الجسم الحي as well as lysine residues on H2A and H4. MOZ can also acetylate H3K14. [17]

تحرير الآخرين

p300/CBP acetylate all four nucleosomal core histones equally well. [3] في المختبر, they have been observed to acetylate H2AK5, H2BK12, H2BK15, H3K14, H3K18, H4K5, and H4K8. [4] SRC-1 acetylates H3K9 and H3K14, TAFII230 (Drosophila homolog of human TAFII250) acetylates H3K14, and Rtt109 acetylates H3K9, H3K23, [17] and H3K56 in the presence of either Asf1 or Vps75. [7]

Non-histone substrates (في المختبر) Edit

In addition to the core histones, certain HATs acetylate a number of other cellular proteins including transcriptional activators, basal transcription factors, structural proteins, polyamines, and proteins involved in nuclear import. [3] Acetylation of these proteins can alter their ability to interact with their cognate DNA and/or protein substrates. The idea that acetylation can affect protein function in this manner has led to inquiry regarding the role of acetyltransferases in signal transduction pathways and whether an appropriate analogy to kinases and phosphorylation events can be made in this respect.

PCAF Edit

PCAF and p300/CBP are the main HATs that have been observed to acetylate a number of non-histone proteins. For PCAF, these include the non-histone chromatin (high-mobility group (HMG)) proteins HMG-N2/HMG17 and HMG-I(Y), the transcriptional activators p53, MyoD, E2F(1-3), and HIV Tat, and the general transcription factors TFIIE and TFIIF. [4] Other proteins include CIITA, Brm (chromatin remodeler), NF-κB (p65), TAL1/SCL, Beta2/NeuroD, C/EBPβ, IRF2, IRF7, YY1, KLF13, EVI1, AME, ER81, and the androgen receptor (AR). [18] PCAF has also been observed to acetylate c-MYC, GATA-2, retinoblastoma (Rb), Ku70, and E1A adenovirus protein. [19] It can also autoacetylate, which facilitates intramolecular interactions with its bromodomain that may be involved in the regulation of its HAT activity. [3]

P300/CBP Edit

p300/CBP have many non-histone substrates, including the non-histone chromatin proteins HMG1, HMG-N1/HMG14, and HMG-I(Y), the transcriptional activators p53, c-Myb, GATA-1, EKLF, TCF, and HIV Tat, the nuclear receptor coactivators ACTR, SRC-1, and TIF-2, and the general transcription factors TFIIE and TFIIF. [4] Other substrates include the transcription factors Sp1, KLF5, FOXO1, MEF2C, SRY, GATA-4, and HNF-6, [10] HMG-B2, [19] STAT3, the androgen and estrogen (α) receptors, GATA-2, GATA-3, MyoD, E2F(1-3), p73α, retinoblastoma (Rb), NF-κB (p50, p65), Smad7, importin-α, Ku70, YAP1, [20] E1A adenovirus protein, and S-HDAg (hepatitis delta virus small delta antigen). [19] p300/CBP have also been observed to acetylate β-catenin, RIP140, PCNA, the DNA metabolic enzymes flap endonuclease-1, thymine DNA glycosylase, and Werner syndrome DNA helicase, STAT6, Runx1 (AML1), UBF, Beta2/NeuroD, CREB, c-Jun, C/EBPβ, NF-E2, SREBP, IRF2, Sp3, YY1, KLF13, EVI1, BCL6, HNF-4, ER81 and FOXO4 (AFX). [18]

Multisubunit HAT complexes Edit

The formation of multisubunit complexes has been observed to modulate the substrate specificity of HATs. [10] In general, while recombinant HATs are able to acetylate free histones, HATs can acetylate nucleosomal histones only when they are in their respective في الجسم الحي HAT complexes. [4] Some of the proteins that associate with HATs in these complexes function by targeting the HAT complex to nucleosomes at specific regions in the genome. [1] [10] For instance, it has been observed that HAT complexes (e.g. SAGA, NuA3) often use methylated histones as docking sites so that the catalytic HAT subunit can carry out histone acetylation more effectively. [1]

In addition, the formation of multisubunit HAT complexes influences the lysine specificity of HATs. [10] The specific lysine residues that a given HAT acetylates may become either broader or more restricted in scope upon association with its respective complex. For example, the lysine specificity of MYST family HATs toward their histone substrates becomes more restricted when they associate with their complexes. In contrast, Gcn5 acquires the ability to acetylate multiple sites in both histones H2B and H3 when it joins other subunits to form the SAGA and ADA complexes. [3] Moreover, the acetylation site specificity of Rtt109 is dictated by its association with either Vps75 or Asf1. [17] When in complex with the former, Rtt109 acetylates H3K9 and H3K27, but, when in complex with the latter, it preferentially acetylates H3K56. [6]

The catalytic activity of HATs is regulated by two types of mechanisms: (1) interaction with regulatory protein subunits and (2) autoacetylation. [6] A given HAT may be regulated in multiple ways, and the same effector may actually lead to different outcomes under different conditions. [3] Although it is clear that the association of HATs with multiprotein complexes provides a mechanism for the regulation of both HAT activity and substrate specificity في الجسم الحي, the molecular basis for how this actually occurs is still largely unknown. [6] However, data suggests that associated subunits may contribute to catalysis at least in part by facilitating productive binding of the HAT complex to its native histone substrates.

The MYST family of HATs, p300/CBP, and Rtt109 have all been shown to be regulated by autoacetylation. [6] Human MOF as well as yeast Esa1 and Sas2 are autoacetylated at a conserved active site lysine residue, and this modification is required for their function في الجسم الحي. Human p300 contains a highly basic loop embedded in the middle of its HAT domain that is hyperacetylated in the active form of the enzyme. [6] [7] It has been proposed that, upon autoacetylation, this loop is released from the electronegative substrate binding site where it sits in the inactive HAT. [21] Acetylation of yeast Rtt109 at Lys290 is also required for it to exhibit full catalytic activity. [22] Some HATs are also inhibited by acetylation. For example, the HAT activity of the nuclear receptor coactivator ACTR is inhibited upon acetylation by p300/CBP. [3]

Histone acetyltransferases (HATs) and histone deacetylases (HDACs) are recruited to their target promoters through physical interactions with sequence-specific transcription factors. They usually function within a multisubunit complex in which the other subunits are necessary for them to modify histone residues around the binding site. These enzymes can also modify non-histone proteins.


Enzymes Involved in DNA Replication | بدائيات النوى

The following points highlight the seven important enzymes involved in the process of DNA replication of prokaryotes. The enzymes are: 1. DNA بوليميراز 2. Primase 3. Polynucleotide Ligase 4. Endonucleases 5. Pilot Proteins 6. Helicase 7. Single-Strand Binding (SSB) Protein.

Enzyme # 1. DNA Polymerase:

DNA polymerase is the chief enzyme of DNA replication. DNA polymerase activity was discovered by Kornberg in 1956 this activity was due to DNA polymerase I. E. coli has four more enzymes, DNA polymerase II, III (Table. 28.1), IV and V DNA polymerase III (Pol III) is concerned with DNA replication, while the remaining four enzymes are involved in DNA repair.

All DNA polymerases require the following:

(2) A short primer (either RNA or DNA), and

(3) A free 3′ -OH in the primer.

They add one nucleotide at a time to the free 3′ -OH of the primer, and extend the primer chain in 5′ → 3′ direction.

DNA polymerase I enzyme provides the major part of activity in E. coli. It is chiefly a DNA repair enzyme, and is used for in vitro DNA replication.

This enzyme has the following three activities:

(i) The 5′ → 3′ polymerase activity is responsible for primer extension or DNA synthesis.

(ii) The 5′ → 3′ exonuclease activity is involved in excision of DNA strands during DNA repair it removes

10 bases at a time. An exonuclease digests nucleic acids (here DNA) from one end, and it does not cut DNA internally.

(iii) The 3′ → 5′ exonuclease activity is responsible for proof-reading.

In this case, only one nucleotide is removed at a time. The polymerase action does commit errors in DNA synthesis. DNA polymerase is known to scrutinize the new bases added to the growing chain and to delete or remove the wrong bases this is called proof-reading. Proof-reading activity reduces errors in replication by over 100 – fold.

DNA polymerase I is encoded by gene polA, has a single polypeptide, and can initiate replication in vitro at a nick in a DNA duplex. It can be cleaved by proteolytic treatments into a large and a small fragments. This large fragment, called Klenow fragment, lacks 5′ → 3′ exonuclease activity and is used for in vitro DNA replication.

DNA polymerase II enzyme functions in DNA-repair. It has 5′ → 3′ polymerase and 3′ → 5′ exonuclease activities, and uses as template only such DNA duplexes that have short gaps.

DNA polymerase III enzyme is responsible for DNA replication in vivo. It has 5’→ 3′ polymerase and 3’→ 5′ exonuclease activities. It catalyzes DNA synthesis at very high rates, e.g., 15,000 bases/min at 37°C. It is composed of several subunits. A DNA polymerase molecule has the following 4 functional sites involved in polymerase activity (Fig. 28.15).

(i) Template site binds the strand serving as template during replication.

(ii) Primer site binds to the primer used for DNA replication.

(iii) Primer terminus site binds only to such primers that have free 3′ -OH.

(iv) The nucleotide triphosphate site binds to the deoxynucleotide 5′-triphosphate that is comple­mentary to the corresponding nucleotide of the template. It also catalyzes the formation of phosphodiester bond between the 5′ phosphate of this nucleotide and the 3′ -OH of the terminal primer nucleotide.

[In addition, the polymerase mole-cule has (5) a 3′ → 5′ exonuclease site and (6) a 5’→ 3′ exo­nuclease site (in case of DNA polymerase I only)].

In case of eukaryotes, at least nine different DNA polymerases are found Table 28.2 lists the properties of five of these enzymes. DNA polymerase δ replicates the leading strand, while DNA polymerase ϵ synthesizes the lagging strand.

DNA polymerase α catalyzes priming of both the strands. DNA polymerases ξ, η, τ, and k are all nuclear DNA repair enzymes. DNA polymerase y is found in mitochondria and catalyzes replication of mtDNA.

إنزيم # 2. Primase:

This enzyme activity catalyzes the synthesis of RNA primers to initiate DNA replication. In E. coli, DnaG functions as primase. But in eukaryotes, DNA polymerase α provides this function. There are, however, several other ways in which primers are produced, e.g., the 3′-OH generated by a nick in the template DNA molecule.

إنزيم # 3. Polynucleotide Ligase:

DNA ligase or polynucleotide ligase catalyzes the formation of phosphodiester linkage between two immediate neighbour nucleotides of a DNA strand. Thus it seals the nicks remaining in a DNA strand either following DNA replication or DNA repair. However, this enzyme cannot fill the gaps in DNA strands.

إنزيم # 4. Endonucleases:

An endonuclease produces an internal cut (single- or double-stranded) in a DNA molecule. But a restriction endonuclease produces cuts only at those sites that have a specific base sequence. During DNA replication, an endonuclease may induce a nick to initiate DNA replication, or it may induce nicks to generate a swivel for DNA unwinding. Restriction endonucleases are required for DNA repair.

إنزيم # 5. Pilot Proteins:

Pilot proteins are produced by most viruses. The type of pilot proteins associated with viral genome determines whether the viral DNA will undergo replication or it would support transcription.

إنزيم # 6. Helicase:

Helicase effects strand separation at the forks and uses one ATP molecule for each base that is separated. In E. coli, DNA functions as helicase this protein is a hexamer and it moves with the replication fork.

إنزيم # 7. Single-Strand Binding (SSB) Protein:

SSB protein binds to single-stranded DNA, and prevents it from forming duplex DNA or secondary structures. SSB binds as a monomer, but it binds cooperatively in that binding of one SSB molecule facilitates binding of more SSB monomers to the same DNA strand. E. coli SSB is a tetramer.


Which enzyme catalyzes transcription and which translation? - مادة الاحياء

  1. The repressor will bind to lactose when it is removed from the operator.
  2. The repressor will bind the operator in the presence of lactose.
  3. The repressor will not bind the operator in the presence of lactose.
  4. The repressor will not bind the operator in the absence of lactose.
  1. The DNA will have many methyl molecules.
  2. The DNA will have many acetyl molecules.
  3. The DNA will have few methyl groups.
  4. The histones will have many acetyl groups.
  1. The DNA will have many methyl molecules.
  2. The DNA will have many acetyl molecules.
  3. The DNA will have few methyl groups.
  4. The histones will have few acetyl groups.
The level of transcription of a gene is tested by creating deletions in the gene as shown in the illustration. These modified genes are tested for their level of transcription: (++) normal transcription levels (+) low transcription levels (+++) high transcription levels. Which deletion is in an enhancer involved in regulating the gene?

Which deletion is in a repressor involved in regulating the gene?

The diagram provided shows different regions (1-5) of a pre-mRNA molecule, a mature-mRNA molecule, and the protein corresponding to the mRNA. A mutation in which region is most likely to be damaging to the cell? What do regions 1 and 5 correspond to? What are regions 1 through 5 in the diagram?
  1. 1, 3, and 5 are exons 2 and 4 are introns.
  2. 2 and 4 are exons 1,3, and 5 are introns.
  3. 1 and 5 are exons 2, 3, and 4 are introns.
  4. 2, 3, and 4 are exons 1 and 5 are introns.
A mutation results in the formation of the mutated mature-mRNA as indicated in the diagram. Describe what type of mutation occurred and what the likely outcome of the mutation is.
  1. Mutation in the GU-AG sites of introns produced a non-functional protein.
  2. A transversion mutation in the introns led to alternative splicing, producing a functional protein.
  3. A transversion mutation in the GU-AG site mutated this mRNA, producing a non-functional protein.
  4. Transition mutations in the introns could produce a functional protein.

The diagram illustrates the role of p53 in response to UV exposure. What would be the result of a mutation in the p53 gene that inactivates it?
  1. Skin will peel in response to UV exposure.
  2. Apoptosis will occur in response to UV exposure.
  3. No DNA damage will occur in response to UV exposure.
  4. No peeling of skin will occur in response to UV exposure.

What happens when tryptophan is present?

  1. The repressor binds to the operator, and RNA synthesis is blocked.
  2. RNA polymerase binds to the operator, and RNA synthesis is blocked.
  3. Tryptophan binds to the repressor, and RNA synthesis proceeds.
  4. Tryptophan binds to RNA polymerase, and RNA synthesis proceeds.

What happens in the absence of tryptophan?

  1. RNA polymerase binds to the repressor
  2. the repressor binds to the promoter
  3. the repressor dissociates from the operator
  4. RNA polymerase dissociates from the promoter

أنابينا is a simple multicellular photosynthetic cyanobacterium. In the absence of fixed nitrogen, certain newly developing cells along a filament express genes that code for nitrogen-fixing enzymes and become non-photosynthetic heterocysts. The specialization is advantageous because some nitrogen-fixing enzymes function best in the absence of oxygen. Heterocysts do not carry out photosynthesis but instead provides adjacent cells with fixed nitrogen and receives fixed carbon and reduced energy carriers in return. As shown in the diagram above, when there is low fixed nitrogen in the environment, an increase in the concentration of free calcium ions and 2-oxyglutarate stimulates the expression of genes that produce two transcription factors (NtcA and HetR) that promote the expression of genes responsible for heterocyst development. HetR also causes production of a signal, PatS, that prevents adjacent cells from developing as heterocysts. Based on your understanding of the ways in which signal transmission mediates cell function, which of the following predictions is most consistent with the information given above?


The biology of Lonp1: More than a mitochondrial protease

5.3 LONP1 and the regulation of heme

LONP1 is involved in heme biosynthesis, a biochemical pathway that occurs partly in the cytoplasm and partly in the mitochondria, and that involves eight enzymes. The first reaction of the pathway, namely, the condensation of glycine and succinyl-CoA to form 5-aminolevulinate (ALA), CoA, and CO2 occurs in mitochondria and is catalyzed by 5-aminolevulinate synthase (ALAS). ALAS1 gene encodes the housekeeping isoform of ALAS, termed ALAS1 ( Stojanovski et al., 2019 Tian et al., 2011 ). Heme exerts a negative feedback repression in numerous tissues, down-regulating the expression of ALAS1 in isolated mitochondria of human hepatocellular carcinomas, the effect of heme on ALAS-1 protein levels was abrogated by treatment with MG-262, an inhibitor of LONP1 or by silencing of endogenous LONP1 using LONP1-specific siRNA. These data suggested that LONP1 is involved in heme-mediated ALAS-1 turnover, even if the molecular mechanism of heme-mediated mitochondrial ALAS-1 degradation has not be clear ( Tian et al., 2011 ). Since uncontrolled upregulation of ALAS-1 is condition sine qua non of acute attacks of inherited disorders named hepatic porphyrias ( Tian et al., 2011 ), LONP1 could be involved in pathological conditions caused by impairment in the heme pathway.

Cystathionine β-synthase (CBS) is a heme protein involved in cysteine and homo-cysteine metabolism and in generation of H2S in mammalian cells ( Teng et al., 2013 Wang, 2002, 2012 Welch and Loscalzo, 1998 ). In mitochondria of liver, CBS protein is present at a low amount. Inhibition of LONP1 in Hep3B cells through treatment with MG132 or use of siRNA increased amount of CBS protein, suggesting that LONP1 is able to regulate CBS turnover ( Teng et al., 2013 ). It has been shown that under normoxic condition, oxygen binds heme of CBS, causing a change in the conformation of protein resulting in the availability of heme to be recognized and degraded by LONP1, while ischemia/hypoxia leads to the deoxygenation of heme that could not be recognized by LONP1 resulting in increased levels of CBS in mitochondria ( Teng et al., 2013 ).


مشكلة: Which of the following is the enzyme complex that catalyzes transcription in bacterial cells?A. protein-dependent DNA polymeraseB. RNA-dependent DNA polymeraseC. DNA-dependent RNA polymeraseD. DNA-dependent DNA polymeraseE. protein-dependent RNA polymeraseF. RNA-dependent RNA polymerase

Which of the following is the enzyme complex that catalyzes transcription in bacterial cells?

A. protein-dependent DNA polymerase

B. RNA-dependent DNA polymerase

C. DNA-dependent RNA polymerase

D. DNA-dependent DNA polymerase

E. protein-dependent RNA polymerase

F. RNA-dependent RNA polymerase

أسئلة مكررة

ما هو المفهوم العلمي الذي تحتاج إلى معرفته لحل هذه المشكلة؟

Our tutors have indicated that to solve this problem you will need to apply the DNA Transcription concept. You can view video lessons to learn DNA Transcription. Or if you need more DNA Transcription practice, you can also practice DNA Transcription practice problems.


Types of Enzymes Involved in DNA Synthesis and Cloning: 7 Types

The seven types of enzymes are: (1) Alkaline Phosphatase (2) Terminal Transferase (3) Thermo-stable DNA Polymerases (4) Bacteriophage RNA Polymerases (5) Nucleases: DNase and RNase (6) Polynucleotide Kinase and (7) DNA Ligase.

Type # A. Alkaline Phosphatase:

Alkaline phosphatase removes 5′ phosphate groups from DNA and RNA (Fig. 13.4). It will also remove phosphates from nucleotides and proteins. These enzymes are most active at alkaline pH therefore known as alkaline phosphatase.

There are several sources of alkaline phosphatase that differ in how easily they can in-activated:

1. Bacterial alkaline phosphatase (BAP) is the most active of the enzymes, but also the most difficult to destroy at the end of the dephosphorylation reaction.

2. Calf intestinal alkaline phosphatase (CIP) is purified from bovine intestine. This is phosphatase most widely used in molecular biology labs because, although less active than BAP, it can be effectively destroyed by protease digestion or heat (75 °C for 10 minutes in the presence of 5 mM EDTA).

3. Shrimp alkaline phosphatase is derived from a cold-water shrimp and is promoted for being readily destroyed by heat (65°C for 15 minutes).

There are two primary uses for alkaline phosphatase in DNA manipulations:

1. Removing 5′ phosphates from plasmid and bacteriophage vectors that have been cut with a restriction enzyme. In subsequent ligation reactions, this treatment prevents self-ligation of the vector and thereby greatly facilitates ligation of other DNA fragments into the vector (e.g. sub-cloning).

2. Removing 5′ phosphates from fragments of DNA prior to labeling with radioactive phosphate. Polynucleotide kinase is much more effective in phosphorylating DNA if the 5′ phosphate has previously been removed.

It is usually recommended that dephosphorylation of DNAs with blunt or 5′-recessed ends be conducted using a higher concentration alkaline phosphatase or at higher temperatures than for DNAs with 5′ overhangs.

نوع # B. Terminal Transferase:

Terminal transferase catalyzes the addition of nucleotides to the 3′ terminus of DNA. Interestingly, it works on single-stranded DNA, including 3′ overhangs of double-stranded DNA, and is thus an example of a DNA polymerase that does not require a primer. It can also add homo-polymers of ribo-nucleotides to the 3′ end of DNA. The much preferred substrate for this enzyme is protruding 3′ ends, but it will also, less efficiently, add nucleotides to blunt and 3′-recessed ends of DNA fragments. Cobalt is a necessary cofactor for activity of this enzyme.

1. Labeling the 3′ ends of DNA:

Most commonly, the substrate for this reaction is a fragment of DNA generated by digestion with a restriction enzyme that leaves a 3′ overhang, but oligodeoxynucleotides can also be used. When such DNA is incubated with tagged nucleotides and terminal transferase, a string of the tagged nucleotides will be added to the 3′ overhang or to the 3′ end of the oligonucleotide (Fig. 13.5).

2. Adding Complementary Homopolymeric Tails to DNA:

This clever procedure was commonly used in the past to clone cDNAs into plasmid vectors, but has largely been replaced by other, much more efficient techniques. The principles of this technique are depicted in the Figure 13.6. Basically, terminal transferase is used to tail a linearized plasmid vector with G’s and the cDNA with C’s. When incubated together, the complementary G’s and C’s anneal to “insert” the cDNA into the vector, which is then transformed into E. coli.

Terminal transferase is a mammalian enzyme, expressed in lymphocytes. The enzyme purchased commercially is usually produced by expression of the bovine gene in E. coli.

نوع # C. Thermo-stable DNA Polymerases (TAQ Polymerase):

It is interesting how some unimportant discoveries become something of immense practical importance after some time. Such is the history of Taq DNA polymerase. The original report of this enzyme, purified from the hot springs bacterium Thermus aquaticus, was published in 1976 (Fig. 13.7). Roughly 10 years later, the polymerase chain reaction was developed and shortly thereafter “Taq” became a household word in molecular biology circles. Currently, the world market for Taq polymerase is in the hundreds of millions of dollars each year.

The thermophilic DNA polymerases, like other DNA polymerases, catalyze template-directed synthesis of DNA from nucleotide triphosphates. A primer having a free 3′ hydroxyl is required to initiate synthesis and magnesium ion is necessary.

In general, they have maximal catalytic activity at 75° to 80°C, and substantially reduced activates at lower temperatures. At 37°C, Taq polymerase has only about 10% of its maximal activity. In addition to Taq DNA polymerase, several other thermostable DNA polymerases have been isolated and expressed from cloned genes. Three of the most used polymerases are described in the Table 13.2.

نوع # د. Bacteriophage RNA Polymerases:

Phage-encoded DNA-dependent RNA polymerases are used for in vitro transcription to generate defined RNAs. Most commonly, the reaction utilizes ribo-nucleotides that are labeled with radio-nuclides or some other tag, and the resulting labeled RNA is used as a probe for hybridization. Other applications of in vitro transcription including making RNAs for in vitro translation or to study RNA struction and function. Several bacteriophage RNA polymerases are commercially available. They are named after the phage that encodes them, and either purified from phage-infected bacteria or produced as recombinant proteins.

Many of the plasmids used for carrying cloned DNA incorporate promoters for bacteriophage RNA polymerases adjacent to the cloning site. This allows one to readily obtain either mRNA sense or antisense transcripts from the inserted DNA. The process is often called run-off transcription, because the plasmid is cut with a restriction enzyme downstream of the inserted DNA, which causes the polymerase to fall off the template when it reaches that spot.

If we assume that the RNA transcribed (Fig. 13.8) has the polarity of a mRNA (e.g. sense), it is easy to modify the construct to express an antisense RNA – simply reverse the orientation of the transcribed region. Indeed, most plasmids used for in vitro transcription have two different phage polymerase promoters flanking the insertion site, which allows transcription of sense RNA with one polymerase and antisense with the other.

نوع # E. Nucleases: DNase and RNase:

Most of the time nucleases are the enemy of the molecular biologist who is trying to preserve the integrity of RNA or DNA samples. However, deoxyribonucleases (DNases) and ribonucleases (RNases) have certain indispensible roles in molecular biology laboratories.

Numerous types of DNase and RNase have been isolated and characterized. They differ among other things in substrate specificity, cofactor requirements, and whether they cleave nucleic acids internally (endonucleases), chew in from the ends (exonucleases) or attack in both of these modes.

In many cases, the substrate specificity of a nuclease depends upon the concentration of enzyme used in the reaction, with high concentrations promoting less specific cleavages. The most widely used nucleases are DNase I and RNase A, both of which are purified from bovine pancreas: Deoxyribonuclease I cleaves double-stranded or single stranded DNA. Cleavage preferentially occurs adjacent to pyrimidine (C or T) residues, and the enzyme is therefore an endonuclease. Major products are 5′-phosphorylated di, tri and tetra nucleotides.

In the presence of magnesium ions, DNase I hydrolyzes each strand of duplex DNA independently, generating random cleavages. In the presence of manganese ions, the enzyme cleaves both strands of DNA at approximately the same site, producing blunt ends or fragments with 1-2 base overhangs. DNase I does not cleave RNA, but crude preparations of the enzyme are contaminated with RNase A RNase-free DNase I is readily available.

التطبيقات:

1. Eliminating DNA (e.g. plasmid) from preparations of RNA.

2. Analyzing DNA-protein interactions via DNase foot printing.

3. Nicking DNA prior to radio-labeling by nick translation.

Ribonuclease A is an endoribonuclease that cleaves single-stranded RNA at the 3′ end of pyrimidine residues. It degrades the RNA into 3′-phosphorylated mononucleotides and oligonucleotides. The major use of RNase A is eliminating or reducing RNA contamination in preparations of plasmid DNA.

Mapping mutations in DNA or RNA by mismatch cleavage:

RNase will cleave the RNA in RNA-DNA hybrids at sites of single base mismatches, and the cleavage products can be analyzed. A number of other nucleases that are used to manipulate DNA and RNA are described in the Table 13.3.

أ. Exonucleases are enzymes (found as individual enzymes, or as parts of larger enzyme complexes) that cleave nucleotides one at a time from an end of a polynucleotide chain. These enzymes hydrolyze phosphodiester bonds from either the 3′ or 5′ terminus of a polynucleotide molecule (Fig. 13.9).

ب. Endonucleases are enzymes that cleave the phosphodiester bond within a polynucleotide chain, in contrast to exonucleases, which cleave phosphodiester bonds at the end of a polynucleotide chain. Restriction endonucleases (Restriction Enzymes) cleave DNA at specific sites, and are divided into three categories, Type I, Type II, and Type III, according to their mechanism of action. These enzymes are often used in genetic engineering to make recombinant DNA for introduction into bacterial, plant, or animal cells (Fig. 13.10).

نوع # F. Polynucleotide Kinase:

Polynucleotide kinase (PNK) is an enzyme that catalyzes the transfer of a phosphate from ATP to the 5′ end of either DNA or RNA. It is a product of the T4 bacteriophage, and commercial preparations are usually products of the cloned phage gene expressed in E. coli.

The enzymatic activity of PNK is utilized in two types of reactions:

1, In the “forward reaction”, PNK transfers the gamma phosphate from ATP to the 5′ end of a polynucleotide (DNA or RNA). The target nucleotide is lacking a 5′ phosphate either because it has been dephosphorylated or has been synthesized chemically.

2. In the “exchange reaction”, target DNA or RNA that has a 5′ phosphate is incubated with an excess of ADP, PNK will first transfer the phosphate from the nucleic acid onto an ADP, forming ATP and leaving a dephosphorylated target. PNK will then perform a forward reaction and transfer a phosphate from ATP onto the target nucleic acid (Fig. 13.11).

As you might expect, the efficiency of phosphorylating via the exchange reaction is considerably less than for the forward reaction. In addition to its phosphorylating activity, PNK also has 3′ phosphatase activity, although this has little significance to molecular technologists.

There are two major indications for phosphorylating nucleic acids and hence uses of PNK are:

1. Phosphorylating linkers and adaptors (fragments of DNA ready for ligation) which require a 5′ phosphate. This includes products of polymerase chain reaction, which are typically generated using non-phosphorylated primers.

2. Radiolabelling oligonucleotides, usually with 32P, for use as hybridization probes. PNK is inhibited by small amounts of ammonium ions, so ammonium acetate should not be used to precipitate nucleic acids prior to phosphorylation. Low concentrations of phosphate ions, or NaCl concentrations greater than about 50 mM, also inhibit this enzyme.

نوع # G. DNA Ligase:

The term recombinant DNA includes the concept of recombining fragments of DNA from different sources into a new and useful DNA molecule. Joining linear DNA fragments together with covalent bonds is called ligation. More specifically, DNA ligation involves creating a phosphodiester bond between the 3′ hydroxyl of one nucleotide and the 5′ phosphate of another.

The enzyme used to ligate DNA fragments is T4 DNA ligase, which originates from the T4 bacteriophage. This enzyme will ligate DNA fragments having overhanging, cohesive ends that are annealed together, as in the EcoRI (Fig. 13.12). This is equivalent to repairing “nicks” in duplex DNA. T4 DNA ligase will also ligate fragments with blunt ends, although higher concentrations of the enzyme are usually recommended for this purpose.


شاهد الفيديو: مراحل عملية الترجمة RNA (أغسطس 2022).