معلومة

قيود إنتاج الهيتروكروماتين

قيود إنتاج الهيتروكروماتين



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

يلعب حاليًا مع بعض الأفكار لمشروع ويحتاج إلى بعض التوجيه. أنا أتساءل ، كلاهما في ذبابة الفاكهة سوداء البطن وبشكل عام ، هل كمية الهيتروكروماتين التي يمكن أن تنتجها خلية / نواة محدودة / متسقة أو متغيرة؟

هل خلية واحدة في ملف D. melanogaster تنتج كمية مماثلة من الهيتروكروماتين مثل خلية أخرى في نفس الذبابة أو ذبابة أخرى (بافتراض نفس الظروف - البيئة وما إلى ذلك) أم أن إنتاج الكروماتين المغاير متغير تمامًا؟ كيف يتم تنظيم إنتاج الهيتروكروماتين؟


يختلف ملف تعريف الهيتروكروماتين بالطبع في الخلايا المختلفة ، لكنني لست متأكدًا مما إذا كان محتوى الهيتروكروماتين المطلق سيختلف اختلافًا كبيرًا. بيانات منطقة فرط الحساسية DNAse هي للخلايا البشرية ولكن نفس المبادئ تنطبق على جميع الكائنات الحية. إذا اضطررت إلى التخمين ، فسأقول إن الخلايا الهادئة من المحتمل أن تحتوي على المزيد من الهيتروكروماتين. يتم تنظيم إنتاج الهيتروكروماتين بواسطة آليات جينية مختلفة ولكن لا يمكنني التعليق (أشعر أنه من غير المحتمل) إذا كانت هناك آلية للتحكم في محتوى الهيتروكروماتين المطلق.


بشكل عام ، تحدد الهياكل المغايرة للكروماتين أو الكروماتين الحقيقي مناطق معينة لتنظيم نشاط النسخ وتحمل هذه العلامات توقيع العمليات التنموية لأنها تختلف في الأنسجة المختلفة (أو أنواع الخلايا).

لذلك ، لا ينبغي أن نتجاهل عمليات التطور إذا أردنا أن نفهم كيف تتشكل هذه العلامات اللاجينية. لكن أولاً ، يجب أن نعيد النظر في السؤال لأنه يفترض أنه تم إنتاج الكروماتين المغاير. الافتراض صحيح إلى حد ما ، فهناك العديد من الإنزيمات المسؤولة عن إغلاق الكروموسوم من خلال تعديلات هيستون. من ناحية أخرى ، تأتي بنية الكروماتين المتغايرة كإعدادات افتراضية (أو كإعدادات المصنع). قبل انتقال منتصف الأريمة ، حيث لا يحدث نسخ (أو مهمل) ، يكون كل الجينوم هو كروماتين متغاير بسبب الكمية الزائدة من الهستونات. بعد قدر معين من الانقسام ، تقل كمية الهيستون لكل خلية ولكن يبقى الجينوم لكل خلية ثابتًا والذي يقوم بعد ذلك بمعايرة الهستونات ويبدأ بعض نشاط النسخ.

ثم تساعد HATs و methyl transferases وما إلى ذلك في توضيح المناطق الجينومية الضرورية اعتمادًا على الإشارات التنموية خارج الخلية. ثم بالنسبة للعديد من الخلايا الجسدية ، تظل نسبة مناطق الكروماتين المتغاير والكروماتين الحقيقي متشابهة إلى حد ما.


التطور الجنيني الجسدي: العمليات والتطبيقات | النباتات

في هذه المقالة سوف نناقش حول: 1. عملية التطور الجنيني الجسدي 2. نضج الجنين وتزامنه 3. الظروف الثقافية 4. التكاثر الجنيني المتكرر والإنتاج الضخم 5. التطبيقات.

بعد الإخصاب ، يتم تحويل البيضة الملقحة إلى حالة البالغين من خلال سلسلة من العمليات الجنينية. على الرغم من نفس المكونات الجينية ، فإن الخلايا الجسدية من ناحية أخرى ، لا تعيد توجيهها نحو إنتاج الأجنة. ومع ذلك ، فإن الخلايا الجسدية المعزولة في ظروف المختبر لديها القدرة على التطور إلى جنين تحت تأثير عوامل النمو.

يمكن للخلايا الجسدية أن تتطور إلى نبات كامل خلال مراحل تكوين الجنين دون اندماج مشيجي. لذلك ، فإن الأجنة الجسدية هي أجنة غير زيجوتية نشأت من الخلايا البوغية. يتم إنتاج الأجنة الجسدية إما بشكل مباشر أو غير مباشر في المختبر. قد تكون الأجنة الجسدية مباشرة عندما تتطور الخلايا الجنينية مباشرة من الخلايا المستأصلة & # 8217 أو غير مباشرة عندما تتطور من خلال الكالس.

الخلايا النباتية التي تخضع للتكوين الجنيني الجسدي هي إما خلايا محددة للجنين (PEDC) أو خلايا محددة جنينية مستحثة (IEDC). كانت هناك تقارير عن تحريض أجنة جسدية في كثير من الأحيان من أنسجة مختلفة مثل الشتلات ، وتطلق النار ، والإزهار الشباب والأجنة اللاقحة. بالإضافة إلى ذلك ، فإن الأنسجة الأخرى مثل الجذر والنواة أنتجت أيضًا أجنة جسدية.

تحتوي الاستجابات الإيجابية لعدد قليل من الأنسجة المذكورة أعلاه في الواقع على خلايا محددة مسببة للولادة (PEDC) أو قد تتطلب هذه الخلايا إعادة برمجة بسيطة لدخول الحالة الجنينية. تم نشر أول تقرير عن إنتاج الأجنة الجسدية في الخلايا المعلقة للجزر بواسطة Steward وزملاؤه في عام 1958. بعد ذلك تم إغراق التقارير حول إنتاج الأجنة الجسدية في النباتات.

عملية التطور الجنيني الجسدي:

أهمية أوكسين:

تتطلب إعادة برمجة الخلايا الجسدية ودخولها إلى الحالة الجنينية تكاثرًا سابقًا وغزيرًا من خلال دورة الكالس غير المنظمة والتعرض لجرعات عالية من الأكسين الاصطناعي مثل 2 أو 4-D أو بيكلورام. يمكن أيضًا تحقيق تحريض الجنين الجسدي عن طريق تحلل الخلايا الجذعية.

تم التعرف على أهمية auxin في حالة تحريض الجنين من الخلايا والأنسجة الخضرية كعامل تحكم رئيسي. يعتمد هذا على تقييم نقدي في أنواع مثل Daucus carota و Atropa belladona و Ranunculus sceleratus. يتبع تحول الخلايا embyogenic إلى نظام الكالس بسبب تمايز الخلية المفردة ظهور السيتوبلازم الكثيف والنواة البارزة والملامح العالية للعضيات.

تنشأ هذه المجموعات من الخلايا السيتوبلازمية الصغيرة المكتظة بكثافة عن طريق الانقسام الداخلي. تشكل هذه المجموعات من الخلايا مؤيدة للإمبيروس والتي يمكن أن تتطور إلى أجنة كروية. قد يستمر تكوين النبتة والنباتات الناضجة عبر مراحل على شكل قلب وطوربيد دون عائق حتى عندما يظل الأكسين الخارجي موجودًا عند أدنى تركيز في التطور اللاحق.

ومع ذلك ، فإن العملية اللاحقة في حالة الوسائط السائدة قد تزعج إنشاء المزيد من التطور الجنيني ما لم يتم حذف auxin تمامًا. وقد ثبت أيضًا أن العملية الجنينية قد تتوقف تمامًا أثناء انتقال الجنين إلى النبتة. لذلك يتم تقليل أوكسين أو سحبه تمامًا بمجرد ظهور مثل هذا الشذوذ أثناء الثقافة.

في زراعة نسيج نخيل التمر ، أدت الوسائط السائلة المخصبة بكمية منخفضة من منظم نمو النبات إلى تمايز عدد كبير من الأجنة الجسدية. قد لا يشجع التركيز العالي للأوكسين على تكوين الجنين. لذلك ، يمكن استخلاص استنتاجين متميزين من خلال دور أوكسين في الحلقة الجنينية بأكملها.

أولاً ، تحريض الخلايا ذات الكفاءة الجنينية المعاد برمجتها تحت تأثير الأوكسين. الثاني هو توجيه الخلايا الجنينية للخضوع للتطور الكامل عن طريق سحب الأكسين من الوسائط. يمكن أن يؤدي انخفاض مستوى الأكسين الداخلي إلى تحديد تحريض الجنين بالتساوي.

يعمل الحرمان من الأكسين كمفتاح تطوير من الوحدات الجنينية غير القطبية للحث على تكوين الجنين الجسدي في الذرة. هذا التحول النمائي مصحوب بإعادة ترتيب الهيكل الخلوي في الخلايا الجنينية. قد تعرقل العملية الجنينية الجسدية الكاملة إنشاء القطبية إذا تم توفير أوكسين خارجي.

أحد العوامل السلبية المتورطة في التطور الجنيني الجسدي هو دعم الإيثيلين وإزالته في وجود الأوكسين لفترة طويلة من الزمن في وسط الاستزراع. يؤدي إنتاج الإيثيلين بدوره إلى زيادة نشاط الإنزيمات ، على الأرجح ، السليولاز والبكتيناز التي تحلل مركبات البكتين وبالتالي تزعج إنشاء القطبية عن طريق تقليل التفاعل بين الخلية والخلية والتلامس بسبب الانفصال.

دور 2 ، 4-D على وجه الخصوص ، لتحريض التطور الجنيني الجسدي هو نموذجي. أظهر مسح الأدب أن هذا الأوكسين الاصطناعي غالبًا ما يكون مناسبًا في إحداث التطور الجنيني الجسدي في معظم الأنواع. تم العثور على أوكسين اصطناعي آخر NAA ليكون مناسبًا وخجولًا لتحريض الجنين الجسدي.

ومع ذلك ، فإن دور الهرمونات النباتية في تحريض الأجنة الجسدية هو عملية معقدة للغاية وتختلف اعتمادًا على أنواع النباتات بالإضافة إلى تركيزها الداخلي والتكويني. تحت أي ظرف من الظروف ، يكون حمض الجبريليك مفيدًا لتحريض الأجنة الجسدية. لكن دوره كان متورطًا في نضوج الأجنة الجسدية.

دور النيتروجين المخفض:

يبدو أن الخلايا المختصة بالجنين تفضل قوة الملح العالية ومصدر النيتروجين المحدد. يعتبر هذا الشرط المسبق الثاني لتحريض الجنين الجسدي بعد الأوكسين. يوفر الشكل المخفض من النيتروجين ، الأمونيا ، عوامل تحفيز التطور الجنيني.

وبالمثل ، يمكن أن يساهم النيتروجين في شكل تحلل الكازين بالتساوي في تحفيز الأجنة الجسدية وقد تم تقييمه بشكل نقدي في الجزر كنبات نموذجي. تم الإبلاغ عن وجود البرولين والسيرين ، القادرة على تحفيز تحريض الأجنة الجسدية في نبات الجزر.

إضافة النيتروجين المختزل ، أيون الأمونيوم (NH4 + ملح) أو الأحماض الأمينية في الوسائط موصلة للتكوين الجنيني بعد تحويل الكالس من أوكسين إلى وسائط خالية من الأكسين. ومع ذلك ، فإن تركيز الأوكسين والنيتروجين بدلاً من التركيز الحرج للني والسيتروجين المختزل هو أمر حاسم في تمكين التطور الجنيني.

تم تحقيق تواتر عالٍ من التطور الجنيني الجسدي في نبات الخيار. أدت إضافة العلاج بالديازورون والسكروز (3-6٪) إلى تأثير إيجابي على الوضع النسبي لتحريض الجنين الجسدي. تؤدي إضافة كبريتات النحاس في الوسائط إلى تحريض الجنين الجسدي عالي التردد.

وبالمثل ، فإن الثياديازورون عند تناوله في الوسط يسبب تكوين الأعضاء للنبتات بتركيز منخفض وتكوين الجنين الجسدي بتركيز عالٍ. تم تحقيق زيادة في إنتاج الأجنة الجسدية ونضجها إلى نباتات طبيعية في القطن عند زراعة الكالي على وسط نصف قوة MS.

يُظهر الفحص الشامل لدور الأمونيا النيتروجينية المنخفضة أنه يتم تعزيز تكوين الأجنة عندما يتم توفير أقل من 0.1 ملي مولار من كلوريد الأمونيوم لنتراتي والشيديا. يتم تعزيز التطور الجنيني بواسطة 40 ملي نترات البوتاسيوم و 30 ملي كلوريد الأمونيوم كتركيز أمثل.

يمكن أن يعمل الجلوتامين والألانين كمصدر وحيد للنيتروجين لنمو وتكوين الجنين. على الرغم من أن النترات مطلوبة للتكوين الجنيني في العديد من الحالات ، إلا أن الأمونيوم وحده يمكن أن ينتج جنينًا في مزرعة معلق الجزر ، بشرط أن يتم التحكم في الرقم الهيدروجيني للوسط الذي يحتوي على 10 ملي مولار من كلوريد الأمونيوم و 20 ملي كلوريد البوتاسيوم عند درجة الحموضة 5.4.

يلعب مستوى الأكسجين المذاب دورًا ما في التطور الجنيني الجسدي على الأقل في نبات الجزر حيث يحدث التطور الجنيني فقط تحت المستوى الحرج للأكسجين المذاب (أي أعلى من 1.5 جزء في المليون). المستوى الأعلى يفضل تكوين الجذور. يمكن أن تؤدي إضافة الفحم المنشط إلى وسط الاستزراع إلى تعزيز تحريض الأجنة عن طريق امتصاص المواد المثبطة التي تنتجها الأنسجة.

نضج الجنين والتزامن:

تظهر الدراسات حول عملية إنبات الجنين أن نمو الجنين يكتمل بدون أي شذوذ في غياب الأوكسين في الوسائط. ومع ذلك ، يمكن تجنب أي تشوهات ناتجة عن الهرمونات الذاتية عن طريق إضافة تركيزات متوازنة من حمض الأبسيسيك (ABA) ، والزيتين ، و GA3. قد يؤدي إضافة الفحم إلى زيادة نضج الجنين الجسدي.

يقلل وجود الفحم في الوسائط من مستوى الأكسين مثل IAA نظرًا لتأثيره الملزم. يمكن تحسين نضج الجنين الجسدي عن طريق التعرض للجفاف التناضحي. يستخدم السكروز عمومًا بتركيزات مختلفة لتحقيق النمو والنضج الجنيني. يتم تحقيق ذلك من خلال توفير تركيز السكروز بين 4 و 6٪.

في بعض الأنواع ، هناك حاجة إلى زيادة تدريجية في تركيز السكروز تصل إلى 4 ٪ للنضج ، مما ينتج عنه نباتات قوية. وبالمثل ، فإن فرض الجفاف المؤقت قبل إنبات الجنين يسهل التحول إلى نبيتات. يمكن التقدم في فرض الجفاف عن طريق وضع أجنة جسدية في طحينة فارغة وحضنها في حالة جافة لمدة 2-3 أسابيع وبعض النباتات حتى عدة أسابيع.

عندما تذبل الأجنة الجسدية إلى 50٪ من حجمها الأصلي ، فإنها تشرب الماء بسرعة عند إعادة ترطيبها عن طريق نقلها إلى الوسائط. إن التمرين الكامل للجفاف في الجنين هو التأثير على عملية التمثيل الغذائي للإنبات. الأجنة الجسدية عند تعرضها للجفاف ، فإنها تحفز إنتاج وتيرة عالية لتجديد البراعم.

يؤدي فرض الجفاف إلى تحسين التحويل إلى نبيتات عدة مرات من تكرار الأجنة غير المجففة. في استزراع البرسيم الحجازي ، تم تدريب الأجنة الجسدية على مقاومة الجفاف من خلال معالجتها بـ ABA في مرحلة الطوربيد. يمكن أن يعزز علاج ABA تطور الفلقات ويمنع إنتاج مجموعات الأجنة.

الظروف الثقافية للتطور الجنيني الجسدي:

يمكن أن تؤثر شدة الضوء العالية على عملية تكوين الجنين الجسدي. ومع ذلك ، تم تحضين العصب والقصور تحت فترات الضوء والظلام. يحدث النضج المبكر في الغالب في ظل ظروف مظلمة تمامًا.

التقارير حول تأثير درجة الحرارة على التطور الجنيني الجسدي نادرة. في زراعة نواة الحمضيات ، ينخفض ​​الجهد الجنيني عندما تنخفض درجة الحرارة من 27 درجة مئوية إلى 12 درجة مئوية. وبالمثل ، فإن تكييف الأجنة الجسدية عن طريق المعالجة الباردة يمكن أن يفلت من السكون ويسهل النمو.

تكرار التطور الجنيني والإنتاج الضخم للتكوين الجنيني الجسدي:

قد يدخل الجنين الجسدي الأولي عندما يفشل في الخضوع للنضج في دورات متتالية مستمرة من الأجنة. تُظهر بعض الخلايا السطحية المحددة من hypocotyl أو cotyledon هذا الاتجاه في إثارة دورات متعاقبة من الأجنة أو بعبارة أخرى الإنتاج المستمر للأجنة الزائدة من الأجنة الجسدية نفسها.

تُعرف هذه الظاهرة أيضًا باسم التطور الجنيني الثانوي ، أو التطور الجنيني المتكرر ، أو التطور الجنيني التكراري أو الإضافي (الشكل 8.1). يمكن الحفاظ على الدورة الجنينية المتكررة في المزرعة عن طريق إزالة منظمات النمو ويمكن أن تكون الدورات تلقائية كما ظهر في البرسيم الحجازي (ميديكاغو ساتيفا).

يمكن جعل دورة التطور الجنيني المتكررة تلقائية عن طريق تأمين نمو الأجنة النشيطة وخاصة في حالة ما قبل الجنين ، والتي لا يمكن بعدها المضي في التطور. يمكن تحقيق ذلك عن طريق التعرض الأولي لتركيز عالٍ جدًا من 2 ، 4-D حتى 40 مجم / لتر لفترة وجيزة يتبعها التعرض لأدنى تركيز (3-5 مجم / لتر).

قد يكون هذا التركيز العالي من العلاج بالأوكسين متورطًا في إعادة برمجة الخلايا واستعادة الكفاءة الجنينية. قد يكون التطور الجنيني المتكرر مشكلة خطيرة أثناء الدورات العفوية والخجولة لإنتاج الأجنة الجسدية عندما يكون الإنبات والمزيد من التطوير مطلوبًا.

برنامج التعبير الجيني في التطور الجنيني الجسدي:

واحدة من السمات الأكثر لفتًا للانتباه في عملية التطور الجنيني الجسدي هي القمع الناجح لتعبير الحمض النووي الريبي في الأنسجة الجنينية وغير الجنينية. تم الاستشهاد بالعديد من أوجه التشابه اللافتة للنظر في المنتجات الجينية المعبر عنها في الثقافات الجنينية وغير الجنينية. عادة ما يتم تعريف ظروف زراعة الأنسجة على أنها غير مضغية. يُظهر نمط تجارب الجينات والخلل بين الأنظمة الجنينية وغير الجنينية أقل تنوع حول ملفات تعريف الحمض النووي الريبي السابق والضغط.

تم تسجيل عدد محدود من التغييرات في نمط التعبير عن البروتين أثناء التطور الجنيني الجسدي. وبالمثل ، فإن التغيرات في مجموعات الرنا المرسال تحدث أثناء الانتقال من مرحلة غير جنينية إلى مراحل جنينية مختلفة. تؤدي إزالة الأوكسين من الوسائط أثناء تحريض الجنين إلى ظهور ملامح جديدة للتعبير الجيني والتي تقترن في النهاية بمراقبة الأحداث المورفولوجية والتخلف عنها.

تطبيقات التطور الجنيني الجسدي:

صناعات التكاثر الدقيق:

أحد أكثر التطبيقات الواعدة للتكوين الجنيني الجسدي هو التكاثر على نطاق واسع للأجنة الجسدية ، والذي يظهر العديد من المزايا مثل عدد لا يحصى من إنتاج الأجنة (60.000-70.000 أجنة لكل لتر من الوسائط) ، ووجود كل من الجذور والبراعم الإنشائية ، سهلة القياس. رفعها وتحويلها إلى شتلات بكفاءة بقدر ما تؤخذ في الاعتبار الأهمية التجارية. تتم برمجة الأجنة الجسدية بشكل جيد وراثيًا لصنع نبات كامل. وبالتالي ، على عكس أنظمة التكاثر الدقيقة الأخرى ، يتجنب التطور الجنيني الجسدي مراحل معينة من التكاثر الدقيق ، خاصة مرحلة التجذير.

إنتاج البذور الاصطناعية:

البذور الاصطناعية أو البذور الاصطناعية هي الأجنة الجسدية المغلفة بمحلول جل و shyment. يتم إنتاج البذور الاصطناعية بشكل عام في الأنواع النباتية التي تظهر تعقيم البذور وخجلها وصعوبة أو بطء مرحلة التكاثر الخضري.

يمكن تحضير ذلك عن طريق وضع أجنة جسدية في ملاط ​​ألجينات (2٪) كمصفوفة احتباس هلامية ومن ثم تحويلها إلى محلول كلوريد الكالسيوم (100 ملي مولار) لتشكيل حبيبات تعلق فيها الأجنة. يمكن تخزين البذور الاصطناعية عند 4 درجات مئوية لفترة طويلة من الوقت واستخدامها كنظام فعال للحفاظ على الأصول الوراثية. للتجديد ، يمكن وضع البذور في وسط الاستزراع أو في التربة المعقمة لتسهيل الإنبات وتطور الشتلات (الشكل 8.2).

غالبًا ما يوفر التطور الجنيني المتكرر عددًا لا يحصى من الأجنة الجسدية ، والتي بدورها مفيدة في الإنتاج الضخم للتكاثر النباتي. يمكن استرداد العديد من المستقلبات الخاصة بالجنين مثل بروتينات تخزين البذور والدهون ذات القيمة الصناعية. يثبت نقص أنسجة البذور المحيطة بالأجنة الجسدية ميزة كبيرة لبعض الدهون مثل حمض ألفا لينولينيك الموجود بمستوى عالٍ في بذور لسان الثور.

هذا الدهن له أهمية تجارية عالية في علاج الأكزيما التأتبية. من المثير للدهشة أن الأجنة الجسدية ، كنظير للجنين الملقح ، تصنع أيضًا نفس الكمية من حمض ألفا لينولينيك. وبالمثل ، يحتوي نبات الجوجوبا على مواد تشحيم صناعية عالية الجودة وخجول في بذورها.

يتم الحصول على الأجنة الجسدية من الأجنة الملقحة حيث يمتلك النبات المستأصل شمعًا مطابقًا للأجنة الملقحة. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن إنتاج مستقلبات جديدة في الأجنة الجسدية طوال الموسم.

الأجنة الجسدية في نقل الجينات:

الأجنة الجسدية هي نظام مثالي لعملية نقل الجينات. يمكن أن يتجنب هذا النهج المعين التجديد الذي يتم بوساطة البروتوبلاست للنباتات المحولة والذي يتطلب عمومًا رعاية إضافية. علاوة على ذلك ، يمكن أن تظهر النباتات المجددة بوساطة البروتوبلاست تنوعًا جينيًا. نظرًا لأن الأجنة الجسدية تحافظ على الاستقرار الوراثي ، فإن النباتات المجددة ليست عرضة للاختلاف الجسدي.

يمكن تحويل الأجنة الجسدية عن طريق احتضانها في محلول الأجرعية أو تعرضها لقصف الجسيمات. يعد استنساخ الأجنة بالطريقة المتكررة مناسبًا تمامًا لنقل الجينات المباشر إلى كتلة الأجنة الجسدية. يمكن أن تتعرض الأجنة الجسدية المتحولة بشكل ثابت إلى أبعد من ذلك لدورة جنينية متكررة للحصول على ملايين النباتات المعدلة وراثيًا.


إن بوليميراز الحمض النووي الريبي المعتمد على الحمض النووي الريبي (RNA) هو مكون أساسي من مجموعة هيتروكروماتين ذاتية الإقران لتجميع الحمض النووي الريبي لإنتاج siRNA

في الخميرة الانشطارية ، العوامل المشاركة في مسار تداخل الحمض النووي الريبي (RNAi) بما في ذلك Argonaute و Dicer و RNA polymerase المعتمد على RNA مطلوبة لتجميع heterochromatin عند التكرارات المركزية ومنطقة التزاوج الصامتة. سابقًا ، لقد أظهرنا أن البدء الناجم عن RNA لمركب إسكات الجينات النسخي (RITS) الذي يحتوي على بروتين Argonaute والحمض النووي الريبي الصغير المتداخل (siRNAs) يترجم إلى مواضع متغايرة اللون ويتعاون مع عوامل تجميع الكروماتين المتغاير عبر آلية حلقة RNAi ذاتية التنفيذ لمزاوجة siRNA جيل بتكوين الكروماتين المغاير. هنا ، نتحرى دور بوليميريز الحمض النووي الريبي المعتمد على الحمض النووي الريبي (Rdp1) ونشاط البوليميراز في تجميع الهيتروكروماتين. وجدنا أن Rdp1 ، على غرار RITS ، يترجم إلى جميع المواقع غير المتجانسة المعروفة ، ويعتمد توطينه في التكرارات المركزية على مكونات RITS و Dicer بالإضافة إلى عوامل التجميع الهيتروكروماتين بما في ذلك بروتينات Clr4 / Suv39h و Swi6 / HP1. لقد أظهرنا أن طفرة نقطية داخل المجال التحفيزي لـ Rdp1 ألغت نشاط بوليميراز RNA المعتمد على RNA وأدت إلى فقدان إسكات النسخ والكروماتين المتغاير في السنتروميرات ، جنبًا إلى جنب مع عيوب في فصل الكروموسوم الانقسامي وتكتل التيلومير. علاوة على ذلك ، فإن مركب RITS في rdp1 متحولة لا يحتوي على siRNAs ، ويتم فصله عن السنتروميرات. هذه النتائج لا تشير فقط إلى Rdp1 كمكوِّن أساسي في حلقة RNAi ذاتية التنفيذ ، ولكنها تعزو أيضًا دورًا حاسمًا لنشاط بوليميريز RNA المعتمد على RNA في إنتاج siRNA الضروري لتكوين الكروماتين المتغاير.

الأرقام

تعتمد توطين Rdp1 في المراكز المركزية على ...

يعتمد توطين Rdp1 في السنتروميرات على عوامل التجميع RITS و Dcr1 و heterochromatin. (...

تحوير مجال RdRP لـ ...

يؤدي تحور مجال RdRP في Rdp1 إلى إلغاء تكوين الإسكات وتكوين الكروماتين المغاير في السنتروميرات. ...

تمتلك Rdp1 نشاط RdRP الذي ...

تمتلك Rdp1 نشاط RdRP الضروري لتوليد siRNAs المرتبطة بـ RITS. (...

نشاط RdRP ضروري من أجل ...

نشاط RdRP ضروري لتوطين RITS و Rdp1 في السنتروميرات. ( أ…

Rdp1 مكون أساسي ...

يعد Rdp1 مكونًا أساسيًا في حلقة RNAi ذاتية التنفيذ التي تتوسط تكوين الكروماتين المتغاير. ...


لماذا وأين يتم تضمين القيود في ورقة بحثي

كل بحث له قيود معينة ، وهو أمر طبيعي تمامًا ، ولكن عليك تقليل نطاق نطاقه في هذه العملية. قدم اعترافك بها في الختام. تحديد وفهم أوجه القصور المحتملة في عملك.

عند مناقشة القيود في البحث ، اشرح كيف تؤثر على النتائج التي توصلت إليها لأن إنشاء قائمة قصيرة أو وصف لا يكفي. قد يكون لبحثك العديد من القيود. هدفك الأساسي هو مناقشة تلك التي تتعلق بالمشكلات التي تختارها لمهمة أكاديمية معينة.

يمكن أن تصبح حدود بحثك النوعي واضحة لقرائك حتى قبل أن يبدأوا في قراءة دراستك. في بعض الأحيان ، يمكن للأشخاص رؤية القيود فقط عندما يشاهدون المستند بأكمله. يجب عليك تقديم قيود الدراسة الخاصة بك بوضوح في فقرة المناقشة. هذا هو الجزء الأخير من عملك حيث من المنطقي وضع قسم القيود. يجب أن تكتب القيود في بداية هذه الفقرة ، بعد أن تسلط الضوء على الجوانب القوية لمنهجية البحث. عندما تناقش القيود قبل تحليل النتائج ، سيساعد ذلك في معرفة كيفية تأهيل هذه النتائج وتطبيقها في البحث المستقبلي.


الوظائف البيولوجية

يُنظر إلى تراكم البروتين بشكل كلاسيكي على أنه عملية شاذة لها عواقب مرضية. في الواقع ، ترتبط التجمعات الخلوية بعدد كبير من الأمراض التي تصيب الإنسان ، بما في ذلك التنكس العصبي [98] ، ومرض السكري من النوع 2 [39] ، والشيخوخة [99] ، وقد تم تكريس عمل مكثف لتوضيح دورها في هذه الأمراض وغيرها (تمت المراجعة) في مكان آخر [42 ، 43]). ولكن يرجع ذلك جزئيًا إلى تطوير تقنيات جديدة لدراسة مجاميع البروتين (الجدول 2) ، فنحن نكتسب تقديرًا وفهمًا جديدًا لأدوارها غير المرضية. تلعب مجاميع البروتين وظائف إيجابية في مجموعة متنوعة من العمليات الخلوية ، بما في ذلك تنظيم الجينات [126 ، 127] ، الإشارات [76 ، 128 ، 129] ، تخزين الذاكرة [56 ، 130 ، 131] ، إصلاح الحمض النووي [132] ، قرارات مصير الخلية [ 130 ، 133 ، 134 ، 135] ، وحتى التطور [2]. يجب أن تكون هذه الأمثلة مصدر إلهام لعلماء الأحياء الاصطناعية الذين يهدفون إلى معالجة تدفق المعلومات بشكل هادف في الأنظمة الحية (الشكل 2).

تلعب مجموعات البروتين أدوارًا مهمة في مجموعة متنوعة من العمليات الخلوية الهامة. أ في النسخ حقيقية النواة ، المنشطات المشتركة والنسخ (TXN.) تشكل العوامل مكثفات بروتين عالية الديناميكية التي توظف RNA polymerase II (RNA pol II) وتحفيز التنشيط الجيني القوي. ب بروتينات ربط الحمض النووي الريبي (RBPs) و RNAs لتكوين حبيبات RNP ، والتي تخدم وظائف معالجة RNA مختلفة ، مثل تخزين mRNA وتدهوره ، والتكوين الحيوي للريبوسوم ، والترجمة المحلية. في أحد الأمثلة المثيرة للاهتمام ، يعزز التجميع الشبيه بالبريون لـ CPEB3 الترجمة في المشابك النشطة لتقوية الذاكرة طويلة المدى. ج تلعب التجمعات عالية المستوى أدوارًا رئيسية في المناعة الفطرية. على سبيل المثال ، تؤدي البلمرة التي تشبه البريون لبروتين محول MAVS استجابةً للعدوى الفيروسية إلى تضخيم وتثبيت الاستجابة المضادة للفيروسات. د في الخميرة ، التبديل العشوائي بين [بريون -] و [بريون +] الحالات في مجموعة من الخلايا تمكن التنويع الظاهري وقد تعزز البقاء في بيئات غير مؤكدة. الشكل مقتبس من الشكل 1 ب في [136]. في تسمية البريون ، اقواس تشير إلى الميراث غير المندلي و بأحرف كبيرة تدل على الهيمنة في الصلبان

تنظيم الجينات

تشكل العديد من المكونات التي تتحكم في جوانب التعبير الجيني مجموعات بروتينية ديناميكية تساهم في آليتها التنظيمية. اللافت للنظر أن الخطوات المختلفة لنسخ الجينات حقيقية النواة يبدو أنها تستخدم آليات فصل الطور المنظمة [137]. الخطوة الأولى في النسخ هي ربط عوامل النسخ (TFs) بالمناطق المحسّنة. تم العثور على فصل الطور ليكون مهمًا في هذه العملية في المعززات الفائقة ، وهي مجموعات من المعززات التي تقود النسخ القوي لجينات هوية الخلية. على وجه الخصوص ، تم إظهار بعض TFs منفصلة عن طريق IDRs إلى مكثفات شبيهة بالسائل تساعد على تجزئة جهاز النسخ [138]. تتضمن الخطوة التالية في النسخ Mediator ، وهو مركب يربط الإشارات من TFs إلى RNA polymerase (Pol) II. تم إثبات أن الوسيط يشكل مجموعات منفصلة عن الطور مع كل من TFs [127] ومع Pol II [126] في مواقع النسخ النشطة. أخيرًا ، تعتمد عملية استطالة النسخ على فسفرة المجال الطرفي C (CTD) الخاص بـ Pol II. يتم تحقيق ذلك جزئيًا عن طريق عامل استطالة النسخ الإيجابي للإنزيم ب (P-TEFb). لضمان الفسفرة المفرطة لـ CTD والاستطالة الفعالة ، يخضع P-TEFb للفصل الطوري إلى بقع نووية قادرة على تجنيد Pol II [139]. ومن المثير للاهتمام ، أن فصل طور البروتين قد تورط أيضًا في إسكات الجينات من خلال العمل الأخير الذي يوضح أن بروتينات HP1α ، وهي عوامل رئيسية تشارك في تكوين مجالات الكروماتين المتغاير ، لديها القدرة على تكوين قطرات سائلة بطريقة منظمة [140،141،142].

تعد البروتينات التي تنظم دورة حياة الحمض النووي الريبي ، في اتجاه مجرى النسخ ، من بين أبرز الأمثلة على الجزيئات التي تخضع لفصل الطور. بروتينات ربط الحمض النووي الريبي (RBPs) غنية بشكل خاص بالتسلسلات المضطربة منخفضة التعقيد. تمتلك العديد من RBPs IDRs التي ثبت أنها تخضع لانتقال الطور السائل إلى السائل في الخلايا [20 ، 22 ، 23] ، مما يؤدي إلى تكوين عضيات عديمة الغشاء مهمة في استقلاب الحمض النووي الريبي (وتشمل النوى وحبيبات الإجهاد وأجسام P و Cajal جثث) [143]. كمثال على ذلك ، فإن تكثيف مكونات مجمع miRISC البشري يسهل توظيف عوامل التثبيط التي تعزز تدهور وإسكات mRNAs [144]. اكتسبت RBPs اهتمامًا حديثًا لأنه ، من ناحية ، يمكن أن يؤدي تجميعها إلى تكوين أجسام RNP وظيفية عديمة الغشاء ، ولكن من ناحية أخرى ، فإن الطفرات في تسلسلها المنخفض التعقيد هي عوامل سببية في الأمراض التنكسية العصبية ، بما في ذلك التصلب الجانبي الضموري ( ALS) والاعتلال البروتيني متعدد الأنظمة (MSP) [145]. ومن المثير للاهتمام ، أن التوسعات المتكررة للنيوكليوتيدات ، وهي فئة واحدة من الطفرات المرتبطة بالسمية العصبية ، والتي يمكن أن تسبب اكتساب أو فقدان وظيفة الجينات التي تشفر RBPs ، وقد ثبت أيضًا أنها تغير خصائص الحمض النووي الريبي. على وجه التحديد ، تم إثبات أن RNAs المحتوية على تكرار تشكل مواد هلامية في المختبر من خلال خلق فرص لتزاوج قاعدة متعددة التكافؤ ، ويمكن أن تتراكم في بؤر نووية شاذة ويحتمل أن تكون سامة في الخلايا التي تعزل RBPs [146].

حصانة

نظام المناعة الفطري هو خط دفاع قديم وسريع تنشره الكائنات الحية العليا للدفاع ضد مسببات الأمراض الغازية. يتكون هذا النظام من مسارات إشارات مترابطة تنشط الاستجابات الالتهابية في محاولة للقضاء على العامل الممرض ، وكذلك تنظيم أنواع مختلفة من موت الخلايا ، مثل موت الخلايا المبرمج والنخر (النخر المبرمج). يجب أن تكون هذه المسارات قابلة للنشر بسرعة ، ولكن أيضًا محكومة بإحكام ومتوازنة من أجل منع الاستجابات الالتهابية المفرطة أو موت الخلايا. العديد من مكونات الإشارة المتضمنة في هذه المسارات قادرة على تكوين قلة قليلة لتشكيل تجمعات عالية المستوى ، يشار إليها أحيانًا بشكل عام باسم الإشارات [147]. هذه القدرة على قلة القلة آلية مهمة لزيادة خصوصية وتضخيم نقل الإشارة [76].

أحد الأمثلة البارزة هو النخر المبرمج RIP1 / RIP3 الوسيط ، وهو شكل من أشكال موت الخلايا (يختلف عن موت الخلايا المبرمج) الذي يمثل آلية دفاع مضيفة مهمة [128]. هنا ، تشكل كينازات RIP1 و RIP3 مركب إشارات وظيفي قائم على الأميلويد لتحفيز نخر مبرمج. الأهم من ذلك ، أن تنشيط كيناز RIP1 و RIP3 مطلوب لتكوين مركب الأميلويد هذا ، والذي بدوره يمكن أن يعزز تنشيط كيناز من خلال الفسفرة ، وبالتالي تضخيم / نشر الإشارة المتضخمة.

آلية دفاع رئيسية أخرى للمضيف هي تنشيط الاستجابات الالتهابية. يتم تنفيذ ذلك بواسطة المركب الالتهابي ، الذي يترجم إشارات الخطر الخلوي والممرضات التي تتعرف عليها أجهزة الاستشعار ، مثل NLRP3 ، إلى استجابات التهابية من خلال بروتين المحول ASC. ومن المثير للاهتمام أن ASC ثبت أنه بريون حسن النية في الخميرة [76 ، 77 ، 129]. وبالتالي ، استجابةً لأجهزة الاستشعار في المنبع ، يمكن أن يؤدي تكوّن أوليجوميراتز الأولي لـ ASC إلى تنوي يشبه البريون ، وهذا بدوره يمكّن من تشكيل جزيئات ASC الأخرى لتشكيل بوليمرات كبيرة قادرة على تجنيد جزيئات كاسباس -1 بقوة للحث على تنشيطها ونشر الإشارة الالتهابية . وبالمثل ، تؤدي العدوى الفيروسية إلى حدوث تجمع شبيه بالبريون لبروتين محول الإشارات المضادة للفيروسات (MAVS) للميتوكوندريا إلى هياكل ليفية ، والتي بدورها تقوم بتجنيد بروتينات MAVS الأخرى القابلة للذوبان ، مما يضخم ويثبت الاستجابة المضادة للفيروسات [76 ، 148]. تسلط هذه الأمثلة الضوء على كيف أن البلمرة التي تشبه البريون قد توفر آلية (محفوظة تطوريًا) للاستجابة شديدة الحساسية والقوية للإشارات الخلوية.

ذاكرة

أحد الجوانب الأساسية والمميزة للسلوك العضوي هو القدرة على تكوين ذكريات للأحداث الماضية ، وبالتالي تعديل السلوك عن طريق التعلم. تمتلك الخلايا آليات متعددة لصنع ذكريات جزيئية تدوم لفترة أطول من نصف عمر البروتينات. إحدى الآليات هي التجميع الذي يشبه البريون [130 ، 149]. في الحيوانات ، بروتين ربط عنصر بولي أدينيل السيتوبلازمي 3 هو RBP محفوظ بدرجة عالية (CPEB في أبليسيا، Orb2 بوصة ذبابة الفاكهة، و CPEB3 في الفئران) الذي يلعب دورًا في تكوين ذكريات جديدة [56 ، 150 ، 151]. على وجه التحديد ، يؤدي التجميع الشبيه بالبريون لـ CPEB3 في مشابك الخلايا العصبية المحفزة إلى تكوين حبيبات RNA التي تربط وتحرك ترجمة mRNAs المشاركة في اللدونة والنمو المتشابك [57]. يمثل CPEB3 ، وربما أيضًا RBPs الأخرى ، مثالًا رائعًا على كيف يمكن للتغييرات التوافقية على النطاق الجزيئي أن تنتج تغييرات ماكروسكوبية في سلوك الحيوان ، وربط التكاثر الذاتي الجزيئي ، والذاكرة الخلوية ، والذاكرة العصبية.

تطور

منذ اكتشافهم الأولي ، توصلنا إلى فهم البريونات ليس فقط كعوامل مسببة للمرض ، ولكن أيضًا كمصادر لوظائف خلوية جديدة وأحيانًا تكيفية [47 ، 66 ، 88 ، 121 ، 136 ، 152 ، 153 ، 154 ، 155 ، 156 ، 157]. This has been most apparent in yeast, where several central regulators of information flow and metabolism have been determined to be prion proteins (Table 1). A canonical example is the S. cerevisiae prion [PSI + ], formed by the translation termination factor Sup35 [48]. At a low frequency, Sup35 converts from a soluble, functional conformation to a self-templating prion. This allows ribosomes to read through stop codons, uncovering previously silent genetic variation on a genome-wide level, and thus producing diverse and heritable phenotypes that are often disadvantageous but that can provide advantages in particular environments [158, 159]. This has led to the provocative hypothesis that yeast prions may serve as adaptive ‘bet-hedging’ elements to promote cellular survival in stressful environments [160]. In support of this was the discovery that hundreds of wild yeast strains contain heritable prion states, which frequently confer beneficial phenotypes under selective conditions [88].

Other notable examples of yeast prions that enable epigenetic switching to endow cells with beneficial phenotypes in specific metabolic and environmental conditions include [URE3] [47], [MOT3 + ] [88], and [GAR + ] [161]. In particular, the [SWI + ] prion formed by the yeast Swi1 protein represents an intriguing potential example of bet-hedging. As the main subunit of the SWI/SNF chromatin remodeling complex, Swi1 serves as a global transcriptional regulator. When Swi1 adopts its prion form, a variety of phenotypes can be induced, such as growth phenotypes on alternative carbon sources, sensitivity to antifungal agents, and, importantly, abolished adhesion to other cells or substrates [162]. By maintaining a small population of [SWI + ] cells, an isogenic population can effectively safeguard against unpredictable environments via these diverse and potentially beneficial phenotypes, for example, by providing an opportunity for non-adherent [SWI + ] cells to disperse to new locations to ensure re-population and survival [160].

Recently, the first bacterial protein capable of prion formation (the كلوستريديوم البوتولينوم global transcriptional terminator Rho [59]) and the first viral protein exhibiting prion-like self-propagating activity (formed by the baculovirus LEF-10 protein [78]) were discovered, suggesting that prion-based mechanisms for phenotypic diversification may be more pervasive than originally thought. We expect that more of these elements will be discovered with the development of new genetic tools to characterize and validate putative prions from other organisms [117, 163].


Plant Sex Chromosomes

Although individuals in most flowering plant species, and in many haploid plants, have both sex functions, dioecious species—in which individuals have either male or female functions only—are scattered across many taxonomic groups, and many species have genetic sex determination. Among these, some have visibly heteromorphic sex chromosomes, and molecular genetic studies are starting to uncover sex-linked markers in others, showing that they too have fully sex-linked regions that are either too small or are located in chromosomes that are too small to be cytologically detectable from lack of pairing, lack of visible crossovers, or accumulation of heterochromatin. Detailed study is revealing that, like animal sex chromosomes, plant sex-linked regions show evidence for accumulation of repetitive sequences and genetic degeneration. Estimating when recombination stopped confirms the view that many plants have young sex-linked regions, making plants of great interest for studying the timescale of these changes.


4 HISTONE MODIFICATION PLAYS A KEY ROLE IN HETEROCHROMATIN SILENCING

Analysis of SU(VAR)3-9 identified the key function of H3K9 methylation in heterochromatic gene silencing (Tschiersch et al. 1994). The protein contains a SET domain that enzymatically functions to methylate histone H3K9. That this protein is a histone methyltransferase (HKMT) targeting H3K9 was first shown by characterization of the human SUV39H1 homolog (Rea et al. 2000). في ذبابة الفاكهة, SU(VAR)3-9 is a major, but not the only, H3K9 HKMT (Schotta et al. 2002 Ebert et al. 2004). SU(VAR)3-9 contributes to di- and trimethylation of H3K9 (H3K9me2 and me3) in the bulk of the pericentromeric heterochromatin, but not in the majority of the fourth chromosome, telomeres, or euchromatic sites. The bulk of the dimethylation of these latter regions is independent of SU(VAR)3-9, as is monomethylation of H3K9 in pericentromeric heterochromatin (Ebert et al. 2004). dSETDB1 (“eggless”) plays a major role in H3K9 methylation on the fourth chromosome (Seum et al. 2007 Tzeng et al. 2007 Brower-Toland et al. 2009 Riddle et al. 2012) G9a and potentially other HKMTs could also contribute, but the specifics are still unknown. The importance of H3K9 dimethylation in heterochromatic gene silencing is shown by the strong dosage-dependent effect of SU(VAR)3-9 on the PEV phenotype, as well as by the finding that suppression of gene silencing by سو (فار) 3-9 mutations correlates with HKMT activity. The enzymatically hyperactive سو (فار) 3-9 ptn mutation is a strong enhancer of PEV and causes elevated H3K9 di- and trimethylation (H3K9me2 and H3K9me3) at the chromocenter, as well as generating prominent H3K9me2 and me3 signals at many euchromatic sites (ectopic heterochromatin) (Ebert et al. 2004). S-adenosylmethionine functions as the methyl donor for all of these methylation reactions consequently, mutations in the gene encoding S-adenosylmethionine synthase, Su(z)5, are dominant suppressors of PEV (Larsson et al. 1996).

Studies using mutations in SU(VAR) genes have begun to reveal the sequence of molecular reactions required to establish heterochromatic domains. SU(VAR)3-9 binding at heterochromatic sequences depends on both its chromo and its SET domains (see Patel 2014 for details of protein structure Schotta et al. 2002). How SU(VAR)3-9 binding is controlled is not yet understood. The act of methylating H3K9 by SU(VAR)3-9 establishes binding sites for HP1a. The HP1a chromo domain specifically binds H3K9me2 and H3K9me3 (Jacobs et al. 2001). That SU(VAR)3-9 also binds HP1a has been shown by yeast two-hybrid tests and by immunoprecipitation (Schotta et al. 2002). In fact, the region of SU(VAR)3-9 amino-terminal to its chromodomain interacts with the chromoshadow domain of HP1a, and this interaction stabilizes HP1a binding to H3K9me2/3 (Fig. 4A) (Eskeland et al. 2007). This region of SU(VAR)3-9 also interacts with the carboxy-terminal domain of SU(VAR)3-7. The SU(VAR)3-7 protein interacts at three different sites with the chromoshadow domain of HP1a (Delattre et al. 2000). This pattern of interactions suggests that the three proteins—HP1a, SU(VAR)3-7, and SU(VAR)3-9—physically associate in multimeric heterochromatin protein complexes.

Interaction of SU(VAR)3-9 and HP1a in setting the distribution pattern of H3K9 methylation. (أ) HP1a interacts with H3K9me2/3 through its chromodomain, and with SU(VAR)3-9 through its chromoshadow domain. By recognizing both the histone modification and the enzyme responsible for that modification, HP1a provides a mechanism for heterochromatin spreading and epigenetic inheritance. (ب) SU(VAR)3-9 is responsible for much of the dimethylation of H3K9 (H3K9me2) loss of the enzyme results in loss of this modification in the pericentric heterochromatin, as shown by loss of antibody staining of the polytene chromosomes (compare وسط panel with أعلى panel). Loss of HP1a results in a loss of targeting of SU(VAR)3-9 high levels of H3K9me are consequently now seen throughout the chromosome arms (قاع panel).

Association of SU(VAR)3-9 and HP1a with pericentric heterochromatin is interdependent (Schotta et al. 2002). SU(VAR)3-9 causes H3K9 di- and trimethylation, which are specifically recognized by the chromodomain of HP1a (Jacobs et al. 2011). Consequently, in سو (فار) 3-9 null larvae, HP1a binding to pericentric heterochromatin is impaired. As H3K9 dimethylation does not depend exclusively on SU(VAR)3-9 in the inner chromocenter, the fourth chromosome, telomeres and euchromatic sites, HP1a continues to be found at all of these sites in the mutant lines. Thus although SU(VAR)3-9 associates with these sites in wild-type cells, it appears to be relatively inactive.

Conversely, if HP1a is not present (having been depleted by mutations), SU(VAR)3-9 is no longer associated primarily with the pericentric heterochromatin, but is found along the euchromatic chromosome arms. It is now seen at almost all bands, where it causes ectopic mono- and dimethylation of H3K9 (H3K9me1 and H3K9me2) (Fig. 4B). Thus HP1a is essential for the restricted binding of SU(VAR)3-9 to pericentric heterochromatin. These data suggest a sequence of reactions starting with SU(VAR)3-9 association with heterochromatic domains and consequent generation of H3K9me2/3. This mark is recognized by the chromodomain of HP1a binding of SU(VAR)3-9 to the HP1a chromoshadow domain ensures its association with heterochromatin (Fig. 4A). Interestingly, a chimeric HP1a-Pc protein has been generated in which the chromodomain of HP1a is replaced with the chromodomain of the Pc protein (Platero et al. 1996). The chromodomain of Pc binds strongly to H3K27me3 (Fischle et al. 2003), and the HP1a-Pc chimeric protein binds these sites in the euchromatic arms. In the presence of such a chimeric HP1a-Pc protein, the SU(VAR)3-9 protein is also found at Pc binding sites, demonstrating its strong association with the chromoshadow domain of HP1a (Schotta et al. 2002).

In SU(VAR)3-9 null cells another heterochromatin-specific methylation mark, H4K20 trimethylation (H4K20me3), is strongly reduced. The interdependence between H3K9 dimethylation and H4K20 trimethylation in heterochromatin has been shown to reflect an interaction between the SU(VAR)3-9, HP1a, and SUV4-20 proteins. SUV4-20 is a histone lysine methyl transferase (HKMT) that controls H4K20 methylation in heterochromatin. This heterochromatin-specific methylation mark is also strongly impaired in HP1a null cells, suggesting association of SU(VAR)3-9, HP1a, and SUV4-20 in a mutually dependent protein complex, although such a complex has not yet been isolated from flies. الطفرات في Suv4-20 gene cause suppression of PEV-induced gene silencing, indicating that the H4K20me3 mark is required for this process (Schotta et al. 2004).

Taken together, the evidence argues that the HP1a protein has a central function in pericentric heterochromatin formation and associated gene silencing it binds H3K9me2 and H3K9me3, and interacts directly with SU(VAR)3-9 (one of the H3K9 HKMTs) as well as several other key chromosomal proteins. The resulting complexes probably include several additional heterochromatin-specific proteins. Variations on this theme apply to other heterochromatic domains, such as the fourth chromosome (Riddle et al. 2012). However, given the number of identified Su(var) loci, the model is certain to become more complex!

In mammals and plants, histone H3K9 methylation and DNA methylation represent interrelated marks of repressed chromatin (Martienssen and Colot 2001 Bird 2002). Whether or not DNA methylation occurs at all in ذبابة الفاكهة has been a point of contention for many years. Recent reports showing low levels of DNA methylation in the early embryo have renewed this discussion (reviewed in Krauss and Reuter 2011). في ذبابة الفاكهة the only recognizable DNA methyltransferase present is Dnmt2. Mutations in this gene have a significant impact on retrotransposon silencing in somatic cells (Phalke et al. 2009). However, many inbred laboratory strains show only a very low level of Dnmt2 expression variation of this sort could explain conflicting results concerning DNA methylation in ذبابة الفاكهة (O Nickel, C Nickel, and G Reuter, unpubl.).


Top 5 Techniques of Chromosome Banding

The technique of C-banding originated after the work of Pardue and Gall who reported that constitutive heterochromatin can be stained specifically by Giemsa-solution. Each chromosome possesses a different degree of constitutive heterochromatin which enables the identification of individual chromosomes.

Constitutive heterochromatin is located near the centromere, at telomeres and in the nucleolar organizer regions it is composed of highly repetitive DNA. C-banding represents the constitutive heterochromatin, and the banding is caused by differential staining reactions of the DNA of heterochromatin and euchromatin.

The banding method is a complex technique that involves several treatments with acid, alkali or increased temperature. Denaturation of DNA is caused by these treatments. Subsequently, DNA renaturation occurs in treatments with sodium-citrate at 60°C.

By these treatments, the repetitive DNA (heterochromatin) re-natures but low repetitive and unique DNAs do not re-nature. This results in differential staining of the specific chromosome regions. Giemsa-C-banding technique has been used to identify chromosomes of various plant and animal species including human. The Y chromosome of mammals is mostly heterochromatic and therefore, the technique of C-banding is quite useful for its identification.

In barley chromosomes, Linde-Laursen in 1978, divided the C-bands into the following classes based on their position:

(i) Centromeric bands situated at one or both sides of the centromere,

(iv) Bands beside the secondary constriction in the short arm of satellited chromosomes.

He observed polymorphism in C-banding pattern in different barley lines, Giemsa-C-banding patterns may also be used to identify the extra-chromosomes of trisomies and telotrisomics.

Chromosome Banding: Technique # 2. G-Bands:

The technique of G-banding involves Giemsa staining following pretreatment with weak trypsin solution, urea or protease. It provides greater detail than C-banding. It was first used for human chromosomes by Summer et al. in 1971. G-bands may reflect a stronger chromatin condensation. However, this technique is not suitable for plant chromosomes.

Chromosome Banding: Technique # 3. Q-Bands:

The method of Q-banding was developed by Caspersson et al. in 1968. The chromosomes stained with Quinacrine mustard show bright and dark zones under UV light. This technique is used to identify human and mice chromosomes.

Chromosome Banding: Technique # 4. N-Bands:

The technique of N-banding was originally described by Matsui and Sasaki in 1973. Briefly, air-dried chromosomes slides are stained for 90 minutes with Giemsa (diluted 1 : 10 in 1/15 M phosphate buffer at pH 7.0) following extraction with 5% trichloroacetic acid at 95°C for 30 minutes and then 0.1 NHCl at 60″C for 30 minutes.

The N-bands are generally located at the secondary constriction, satellites, centromeres, telomeres and heterochromatic segments. It is suggested that the N-bands represent certain structural non-histone proteins specifically linked to the nucleolar organizer region of the eukaryotic chromosomes.

The N- banding patterns have been used for the location of nucleolar regions in the different organisms, such as, mammals, birds, amphibians, fishes, insects and plants. N-banding patterns differ in the chromosomes of different species.

In 1980, Islam used this method to identify the barley chromosomes from those of wheat in the reciprocal wheat-barely F, hybrids, and to detect translocations between the wheat and barley chromosomes. He also used this technique to isolate lines possessing a pair of barely chromosomes substituted for particular pair of wheat chromosomes.

A modified Giemsa-N-banding technique was developed by Singh and Tsuchiya in 1982 for the identification of barley chromosomes. This method is a combination of acetocarmine staining and Giemsa-N-banding. After processing according to this method, the centromeric region looks like a “diamond-shaped” structure this is not seen in other techniques.

Early metaphase or prometaphase chromosomes are more suitable for this staining as they show better banding pattern than the chromosomes at mid-metaphase in somatic cells.

Chromosome Banding: Technique # 5. Other Techniques of Chromosome Banding:

Besides the above, there are other techniques for chromosome banding, e.g., R-banding (Reverse Giemsa banding). H-banding, and T-banding (Terminal banding). Chromosome banding patterns can be used not only for the identification of individual chromosomes of an organism but also to establish evolutionary relationships between different species.

Banding patterns in human, chimpanzee, gorilla and orangutan have indicated that the evolutionary relationship between human and chimpanzee is closer than that between human and gorilla. It has further indicated that humans have a more distant evolutionary relationship with orangutans.


Heterochromatin, histone modifications, and nuclear architecture in disease vectors

Heterochromatin contains essential genes and performs important biological functions.

Finished genome assemblies must include heterochromatic sequences.

Histone modifications regulate immunity, development, and reproduction.

Nuclear architecture affects gene expression and longevity.

Interactions between a pathogen and a vector are plastic and dynamic. Such interactions can be more rapidly accommodated by epigenetic changes than by genetic mutations. Gene expression can be affected by the proximity to the heterochromatin, by local histone modifications, and by the three-dimensional position within the nucleus. Recent studies of disease vectors indicate that gene regulation by these factors can be important for susceptibility to pathogens, reproduction, immunity, development, and longevity. Knowledge about heterochromatin, histone modifications, and nuclear architecture will help our understanding of epigenetic mechanisms that control gene function at traits related to vectorial capacity.


مراجع

Kornberg, R. D. & Lorch, Y. Twenty-five years of the nucleosome, fundamental particle of the eukaryote chromosome. زنزانة 98, 285–294 (1999).

van Holde, K. E. in الكروماتينية (ed. Rich, A.) 1–148 (Springer, New York, 1988).

Bannister, A. J. & Kouzarides, T. Reversing histone methylation. طبيعة سجية 436, 1103–1106 (2005).

Lachner, M., O'Sullivan, R. J. & Jenuwein, T. An epigenetic road map for histone lysine methylation. J. خلية علوم. 116, 2117–2124 (2003).

Margueron, R., Trojer, P. & Reinberg, D. The key to development: interpreting the histone code? بالعملة. رأي. جينيه. ديف. 15, 163–176 (2005).

Zhang, Y. & Reinberg, D. Transcription regulation by histone methylation: interplay between different covalent modifications of the core histone tails. تطوير الجينات. 15, 2343–2360 (2001).

Bedford, M. T. & Richard, S. Arginine methylation an emerging regulator of protein function. مول. زنزانة 18, 263–272 (2005).

Stallcup, M. R. Role of protein methylation in chromatin remodeling and transcriptional regulation. الأورام 20, 3014–3020 (2001).

Hansen, J. C. Conformational dynamics of the chromatin fiber in solution: determinants, mechanisms, and functions. Annu. القس بيوفيس. بيومول. هيكل. 31, 361–392 (2002).

Carruthers, L. M. & Hansen, J. C. The core histone N termini function independently of linker histones during chromatin condensation. J. بيول. تشيم. 275, 37285–37290 (2000).

Turner, B. M. Histone acetylation and an epigenetic code. بيوسيس 22, 836–845 (2000).

Strahl, B. D. & Allis, C. D. The language of covalent histone modifications. طبيعة سجية 403, 41–45 (2000).

Jenuwein, T. & Allis, C. D. Translating the histone code. علم 293, 1074–1080 (2001).

Dhalluin, C. et al. Structure and ligand of a histone acetyltransferase bromodomain. طبيعة سجية 399, 491–496 (1999).

Jacobson, R. H., Ladurner, A. G., King, D. S. & Tjian, R. Structure and function of a human TAFII250 double bromodomain module. علم 288, 1422–1425 (2000).

Bannister, A. J. et al. Selective recognition of methylated lysine 9 on histone H3 by the HP1 chromo domain. طبيعة سجية 410, 120–124 (2001).

Fischle, W. et al. Molecular basis for the discrimination of repressive methyl-lysine marks in histone H3 by Polycomb and HP1 chromodomains. تطوير الجينات. 17, 1870–1881 (2003).

Lachner, M., O'Carroll, D., Rea, S., Mechtler, K. & Jenuwein, T. Methylation of histone H3 lysine 9 creates a binding site for HP1 proteins. طبيعة سجية 410, 116–120 (2001).

Min, J., Zhang, Y. & Xu, R. M. Structural basis for specific binding of Polycomb chromodomain to histone H3 methylated at Lys 27. تطوير الجينات. 17, 1823–1828 (2003).

Pray-Grant, M. G., Daniel, J. A., Schieltz, D., Yates, J. R., 3rd & Grant, P. A. Chd1 chromodomain links histone H3 methylation with SAGA- and SLIK-dependent acetylation. طبيعة سجية 433, 434–438 (2005). The first demonstration of a protein capable of binding directly to methyl-H3-K4.

Huyen, Y. et al. Methylated lysine 79 of histone H3 targets 53BP1 to DNA double-strand breaks. طبيعة سجية 432, 406–411 (2004). Established the tudor domain as a methyl-lysine binding motif and a link between H3-K79 methylation and DNA repair processes.

Sanders, S. L. et al. Methylation of histone H4 lysine 20 controls recruitment of Crb2 to sites of DNA damage. زنزانة 119, 603–614 (2004).

Wysocka, J. et al. WDR5 associates with histone H3 methylated at K4 and is essential for H3-K4 methylation and vertebrate development. زنزانة 121, 859–872 (2005). Shows that the WD40-repeat domain within WDR5 binds specifically to dimethyl-H3-K4 and that this interaction is important for H3-K4 methylation.

Kurdistani, S. K. & Grunstein, M. Histone acetylation and deacetylation in yeast. Nature Rev. Mol.Cell Biol. 4, 276–284 (2003).

Henikoff, S. Histone modifications: combinatorial complexity or cumulative simplicity? بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 102, 5308–5309 (2005).

Schubeler, D. et al. The histone modification pattern of active genes revealed through genome-wide chromatin analysis of a higher eukaryote. تطوير الجينات. 18, 1263–1271 (2004).

Bernstein, B. E. et al. Genomic maps and comparative analysis of histone modifications in human and mouse. زنزانة 120, 169–181 (2005).

Lindroth, A. M. et al. Dual histone H3 methylation marks at lysines 9 and 27 required for interaction with CHROMOMETHYLASE3. EMBO J. 23, 4286–4296 (2004).

Mateescu, B., England, P., Halgand, F., Yaniv, M. & Muchardt, C. Tethering of HP1 proteins to chromatin is relieved by phosphoacetylation of histone H3. EMBO Rep. 5, 490–496 (2004).

Sun, Z. W. & Allis, C. D. Ubiquitination of histone H2B regulates H3 methylation and gene silencing in yeast. طبيعة سجية 418, 104–108 (2002).

Grunstein, M. Yeast heterochromatin: regulation of its assembly and inheritance by histones. زنزانة 93, 325–328 (1998).

Pidoux, A. L. & Allshire, R. C. The role of heterochromatin in centromere function. فيلوس. عبر. R. Soc. لوند. ب بيول. علوم. 360, 569–579 (2005).

Jia, S., Yamada, T. & Grewal, S. I. Heterochromatin regulates cell type-specific long-range chromatin interactions essential for directed recombination. زنزانة 119, 469–480 (2004). Demonstrates the role of heterochromatin and H3-K9 methylation in cell-type-specific spreading of proteins involved in recombination.

Wakimoto, B. T. Beyond the nucleosome: epigenetic aspects of position-effect variegation in ذبابة الفاكهة. زنزانة 93, 321–324 (1998).

Tschiersch, B. et al. The protein encoded by the ذبابة الفاكهة position-effect variegation suppressor gene Su(var)3–9 combines domains of antagonistic regulators of homeotic gene complexes. EMBO J. 13, 3822–3831 (1994).

Rea, S. et al. Regulation of chromatin structure by site-specific histone H3 methyltransferases. طبيعة سجية 406, 593–599 (2000).

Aagaard, L. et al. Functional mammalian homologues of the ذبابة الفاكهة PEV-modifier Su(var)3–9 encode centromere-associated proteins which complex with the heterochromatin component M31. EMBO J. 18, 1923–1938 (1999).

Nakayama, J., Rice, J. C., Strahl, B. D., Allis, C. D. & Grewal, S. I. Role of histone H3 lysine 9 methylation in epigenetic control of heterochromatin assembly. علم 292, 110–113 (2001).

Ekwall, K. et al. Mutations in the fission yeast silencing factors clr4+ and rik1+ disrupt the localisation of the chromo domain protein Swi6p and impair centromere function. J. خلية علوم. 109, 2637–2648 (1996).

Volpe, T. A. et al. Regulation of heterochromatic silencing and histone H3 lysine-9 methylation by RNAi. علم 297, 1833–1837 (2002).

Hall, I. M. et al. Establishment and maintenance of a heterochromatin domain. علم 297, 2232–2237 (2002).

Verdel, A. et al. RNAi-mediated targeting of heterochromatin by the RITS complex. علم 303, 672–676 (2004).

Motamedi, M. R. et al. Two RNAi complexes, RITS and RDRC, physically interact and localize to noncoding centromeric RNAs. زنزانة 119, 789–802 (2004).

Sugiyama, T., Cam, H., Verdel, A., Moazed, D. & Grewal, S. I. RNA-dependent RNA polymerase is an essential component of a self-enforcing loop coupling heterochromatin assembly to siRNA production. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 102, 152–157 (2005). This paper showed the interdependence between complexes that mediate heterochromatin formation.

Noma, K. et al. RITS acts in cis to promote RNA interference-mediated transcriptional and post-transcriptional silencing. Nature Genet. 36, 1174–1180 (2004).

Partridge, J. F., Scott, K. S., Bannister, A. J., Kouzarides, T. & Allshire, R. C. رابطة الدول المستقلة-acting DNA from fission yeast centromeres mediates histone H3 methylation and recruitment of silencing factors and cohesin to an ectopic site. بالعملة. بيول. 12, 1652–1660 (2002).

Partridge, J. F., Borgstrom, B. & Allshire, R. C. Distinct protein interaction domains and protein spreading in a complex centromere. تطوير الجينات. 14, 783–791 (2000).

Peters, A. H. et al. Partitioning and plasticity of repressive histone methylation states in mammalian chromatin. مول. زنزانة 12, 1577–1589 (2003).

Rice, J. C. et al. Histone methyltransferases direct different degrees of methylation to define distinct chromatin domains. Mol.Cell 12, 1591–1598 (2003).

Schotta, G. et al. A silencing pathway to induce H3-K9 and H4-K20 trimethylation at constitutive heterochromatin. تطوير الجينات. 18, 1251–1262 (2004).

Eissenberg, J. C. & Elgin, S. C. The HP1 protein family: getting a grip on chromatin. بالعملة. رأي. جينيه. ديف. 10, 204–210 (2000).

Tachibana, M. et al. Histone methyltransferases G9a and GLP form heteromeric complexes and are both crucial for methylation of euchromatin at H3-K9. تطوير الجينات. 19, 815–826 (2005). Shows that two methyltransferases cooperate to mediate the bulk of euchromatic H3-K9 methylation.

Tachibana, M. et al. G9a histone methyltransferase plays a dominant role in euchromatic histone H3 lysine 9 methylation and is essential for early embryogenesis. تطوير الجينات. 16, 1779–1791 (2002).

Nielsen, S. J. et al. Rb targets histone H3 methylation and HP1 to promoters. طبيعة سجية 412, 561–565 (2001).

Ait-Si-Ali, S. et al. A Suv39h-dependent mechanism for silencing S-phase genes in differentiating but not in cycling cells. EMBO J. 23, 605–615 (2004).

Vakoc, C. R., Mandat, S. A., Olenchock, B. A. & Blobel, G. A. Histone H3 Lysine 9 methylation and HP1γ are associated with transcription elongation through mammalian chromatin. مول. زنزانة 19, 381–391 (2005).

Weiler, K. S. & Wakimoto, B. T. Heterochromatin and gene expression in ذبابة الفاكهة. Annu. القس جينيه. 29, 577–605 (1995).

Cao, R. & Zhang, Y. The functions of E(Z)/EZH2-mediated methylation of lysine 27 in histone H3. بالعملة. رأي. جينيه. ديف. 14, 155–164 (2004).

Ringrose, L. & Paro, R. Epigenetic regulation of cellular memory by the Polycomb and Trithorax group proteins. Annu. القس جينيه. 38, 413–443 (2004).

Cao, R. et al. Role of histone H3 lysine 27 methylation in Polycomb-group silencing. علم 298, 1039–1043 (2002).

Czermin, B. et al. ذبابة الفاكهة Enhancer of Zeste/ESC complexes have a histone H3 methyltransferase activity that marks chromosomal polycomb sites. زنزانة 111, 185–196 (2002).

Muller, J. et al. Histone methyltransferase activity of a ذبابة الفاكهة polycomb group repressor complex. زنزانة 111, 197–208 (2002).

Kuzmichev, A., Nishioka, K., Erdjument-Bromage, H., Tempst, P. & Reinberg, D. Histone methyltransferase activity associated with a human multiprotein complex containing the Enhancer of Zeste protein. تطوير الجينات. 16, 2893–2905 (2002).

Wang, L. et al. Hierarchical recruitment of polycomb group silencing complexes. مول. زنزانة 14, 637–646 (2004).

Shao, Z. et al. Stabilization of chromatin structure by PRC1, a Polycomb complex. زنزانة 98, 37–46 (1999).

وانج هـ وآخرون. Role of histone H2A ubiquitination in Polycomb silencing. طبيعة سجية 431, 873–878 (2004). Identifies the enzyme responsible for H2A ubiquitylation and shows that this modification is required for Polycomb gene silencing.

Heard, E. Recent advances in X-chromosome inactivation. بالعملة. رأي. خلية بيول. 16, 247–255 (2004).

Mak, W. et al. Reactivation of the paternal X chromosome in early mouse embryos. علم 303, 666–669 (2004). References 68 and 69 demonstrate that X-inactivation is dynamic in that imprinted X inactivation is reversed in the developing embryo followed by random X inactivation.

Okamoto, I., Otte, A. P., Allis, C. D., Reinberg, D. & Heard, E. Epigenetic dynamics of imprinted X inactivation during early mouse development. علم 303, 644–649 (2004).

de Napoles, M. et al. Polycomb group proteins Ring1A/B link ubiquitylation of histone H2A to heritable gene silencing and X inactivation. ديف. زنزانة 7, 663–676 (2004).

Fang, J., Chen, T., Chadwick, B., Li, E. & Zhang, Y. Ring1b-mediated H2A ubiquitination associates with inactive X chromosomes and is involved in initiation of X inactivation. J. بيول. تشيم. 279, 52812–52815 (2004).

Plath, K. et al. Role of histone H3 lysine 27 methylation in X inactivation. علم 300, 131–135 (2003).

Silva, J. et al. Establishment of histone h3 methylation on the inactive X chromosome requires transient recruitment of Eed–Enx1 polycomb group complexes. ديف. زنزانة 4, 481–495 (2003).

وانج ، جيه وآخرون. Imprinted X inactivation maintained by a mouse Polycomb group gene. Nature Genet. 28, 371–375 (2001).

Mager, J., Montgomery, N. D., de Villena, F. P. & Magnuson, T. Genome imprinting regulated by the mouse Polycomb group protein Eed. Nature Genet. 33, 502–507 (2003). Establishes a connection between Polycomb proteins and imprinting.

Lewis, A. et al. Imprinting on distal chromosome 7 in the placenta involves repressive histone methylation independent of DNA methylation. Nature Genet. 36, 1291–1295 (2004).

Umlauf, D. et al. Imprinting along the Kcnq1 domain on mouse chromosome 7 involves repressive histone methylation and recruitment of Polycomb group complexes. Nature Genet. 36, 1296–1300 (2004).

Schmitt, S., Prestel, M. & Paro, R. Intergenic transcription through a polycomb group response element counteracts silencing. تطوير الجينات. 19, 697–708 (2005).

Montgomery, N. D. et al. The murine polycomb group protein Eed is required for global histone H3 lysine-27 methylation. بالعملة. بيول. 15, 942–947 (2005).

Cao, R. & Zhang, Y. SUZ12 is required for both the histone methyltransferase activity and the silencing function of the EED–EZH2 complex. مول. زنزانة 15, 57–67 (2004).

Pasini, D., Bracken, A. P., Jensen, M. R., Lazzerini Denchi, E. & Helin, K. Suz12 is essential for mouse development and for EZH2 histone methyltransferase activity. EMBO J. 23, 4061–4071 (2004).

Kuzmichev, A., Jenuwein, T., Tempst, P. & Reinberg, D. Different EZH2-containing complexes target methylation of histone H1 or nucleosomal histone H3. مول. زنزانة 14, 183–193 (2004).

Ng, H. H., Robert, F., Young, R. A. & Struhl, K. Targeted recruitment of Set1 histone methylase by elongating Pol II provides a localized mark and memory of recent transcriptional activity. مول. زنزانة 11, 709–719 (2003).

Xiao, T. et al. Phosphorylation of RNA polymerase II CTD regulates H3 methylation in yeast. تطوير الجينات. 17, 654–663 (2003).

Krogan, N. J. et al. Methylation of histone H3 by Set2 in خميرة الخميرة is linked to transcriptional elongation by RNA polymerase II. مول. زنزانة. بيول. 23, 4207–4218 (2003).

Li, B., Howe, L., Anderson, S., Yates, J. R., 3rd & Workman, J. L. The Set2 histone methyltransferase functions through the phosphorylated carboxyl-terminal domain of RNA polymerase II. J. بيول. تشيم. 278, 8897–8903 (2003).

Xiao, T. et al. Histone H2B ubiquitylation is associated with elongating RNA polymerase II. مول. زنزانة. بيول. 25, 637–651 (2005).

Briggs, S. D. et al. Gene silencing: trans-histone regulatory pathway in chromatin. طبيعة سجية 418, 498 (2002).

Dover, J. et al. Methylation of histone H3 by COMPASS requires ubiquitination of histone H2B by Rad6. J. Biol Chem. 277, 28368–28371 (2002).

Ng, H. H., Xu, R. M., Zhang, Y. & Struhl, K. Ubiquitination of histone H2B by Rad6 is required for efficient Dot1-mediated methylation of histone H3 lysine 79. J. بيول. تشيم. 277, 34655–34657 (2002).

Henry, K. W. et al. Transcriptional activation via sequential histone H2B ubiquitylation and deubiquitylation, mediated by SAGA-associated Ubp8. تطوير الجينات. 17, 2648–2663 (2003).

Daniel, J. A. et al. Deubiquitination of histone H2B by a yeast acetyltransferase complex regulates transcription. J. بيول. تشيم. 279, 1867–1871 (2004).

Kao, C. F. et al. Rad6 plays a role in transcriptional activation through ubiquitylation of histone H2B. تطوير الجينات. 18, 184–195 (2004).

Henry, K. W. & Berger, S. L. Trans-tail histone modifications: wedge or bridge? هيكل الطبيعة. بيول. 9, 565–566 (2002).

Ezhkova, E. & Tansey, W. P. Proteasomal ATPases link ubiquitylation of histone H2B to methylation of histone H3. مول. زنزانة 13, 435–442 (2004).

Santos-Rosa, H. et al. Active genes are tri-methylated at K4 of histone H3. طبيعة سجية 419, 407–411 (2002).

Bernstein, B. E. et al. Methylation of histone H3 Lys 4 in coding regions of active genes. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 99, 8695–8700 (2002).

Pokholok, D. K. et al. Genome-wide map of nucleosome acetylation and methylation in yeast. زنزانة 122, 517–527 (2005). Demonstrates the generality of previous work investigating the distribution of histone modifications at active and silent genes.

Briggs, S. D. et al. Histone H3 lysine 4 methylation is mediated by Set1 and required for cell growth and rDNA silencing in خميرة الخميرة. تطوير الجينات. 15, 3286–3295 (2001).

Nagy, P. L., Griesenbeck, J., Kornberg, R. D. & Cleary, M. L. A trithorax-group complex purified from خميرة الخميرة is required for methylation of histone H3. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 99, 90–94 (2002).

وانج هـ وآخرون. mAM facilitates conversion by ESET of dimethyl to trimethyl lysine 9 of histone H3 to cause transcriptional repression. مول. زنزانة 12, 475–487 (2003).

Schlichter, A. & Cairns, B. R. Histone trimethylation by Set1 is coordinated by the RRM, autoinhibitory, and catalytic domains. EMBO J. 24, 1222–1231 (2005).

Laribee, R. N. et al. BUR kinase selectively regulates H3-K4 trimethylation and H2B ubiquitylation through recruitment of the PAF elongation complex. بالعملة. بيول. 15, 1487–1493 (2005). Identifies a regulatory pathway that regulates methylation status.

Santos-Rosa, H. et al. Methylation of histone H3-K4 mediates association of the Isw1p ATPase with chromatin. مول. زنزانة 12, 1325–1332 (2003).

Timmers, H. T. & Tora, L. SAGA unveiled. اتجاهات Biochem. علوم. 30, 7–10 (2005).

Dou, Y. et al. Physical association and coordinate function of the H3-K4 methyltransferase MLL1 and the H4 K16 acetyltransferase MOF. زنزانة 121, 873–885 (2005).

Feng, Q. et al. Methylation of H3-lysine 79 is mediated by a new family of HMTases without a SET domain. بالعملة. بيول. 12, 1052–1058 (2002).

van Leeuwen, F., Gafken, P. R. & Gottschling, D. E. Dot1p modulates silencing in yeast by methylation of the nucleosome core. زنزانة 109, 745–756. (2002).

Ng, H. H. et al. Lysine methylation within the globular domain of histone H3 by Dot1 is important for telomeric silencing and Sir protein association. تطوير الجينات. 16, 1518–1527 (2002).

Lacoste, N., Utley, R. T., Hunter, J. M., Poirier, G. G. & Cote, J. Disruptor of telomeric silencing-1 is a chromatin-specific histone H3 methyltransferase. J. بيول. تشيم. 277, 30421–30424 (2002).

Ng, H. H., Ciccone, D. N., Morshead, K. B., Oettinger, M. A. & Struhl, K. Lysine-79 of histone H3 is hypomethylated at silenced loci in yeast and mammalian cells: a potential mechanism for position-effect variegation. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 100, 1820–1825 (2003).

Okada, Y. et al. hDOT1L links histone methylation to leukemogenesis. زنزانة 121, 167–178 (2005). This study provides evidence that MLL–AF10 fusion proteins induce leukaemia through the recruitment of DOT1L and H3-K79 methylation to target genes.

Bannister, A. J., Schneider, R. & Kouzarides, T. Histone methylation: dynamic or static? زنزانة 109, 801–806 (2002).

Cuthbert, G. L. et al. Histone deimination antagonizes arginine methylation. زنزانة 118, 545–553 (2004). References 114 and 115 are the first demonstrations of an enzyme capable of reversing histone methylation.

Wang, Y. et al. Human PAD4 regulates histone arginine methylation levels via demethylimination. علم 306, 279–283 (2004).

Shi, Y. et al. Histone demethylation mediated by the nuclear amine oxidase homolog LSD1. زنزانة 119, 941–953 (2004). Identifies the first histone lysine demethylase.

Lee, M. G., Wynder, C., Cooch, N. & Shiekhattar, R. An essential role for CoREST in nucleosomal histone 3 lysine 4 demethylation. طبيعة سجية 437, 432–435 (2005).

Metzger, E. et al. LSD1 demethylates repressive histone marks to promote androgen-receptor-dependent transcription. طبيعة سجية 437, 436–439 (2005).

Clissold, P. M. & Ponting, C. P. JmjC: cupin metalloenzyme-like domains in jumonji, hairless and phospholipase A2β. اتجاهات Biochem. علوم. 26, 7–9 (2001).

Trewick, S. C., McLaughlin, P. J. & Allshire, R. C. Methylation: lost in hydroxylation? EMBO Rep. 6, 315–320 (2005).

Varambally, S. et al. The polycomb group protein EZH2 is involved in progression of prostate cancer. طبيعة سجية 419, 624–629 (2002).

Fang, J. et al. Purification and functional characterization of SET8, a nucleosomal histone H4-lysine 20-specific methyltransferase. بالعملة. بيول. 12, 1086–1099 (2002).

Nishioka, K. et al. PR-Set7 is a nucleosome-specific methyltransferase that modifies lysine 20 of histone H4 and is associated with silent chromatin. مول. زنزانة 9, 1201–1213 (2002).

شياو ، ب. وآخرون. Specificity and mechanism of the histone methyltransferase Pr-Set7. تطوير الجينات. 19, 1444–1454 (2005).

Karachentsev, D., Sarma, K., Reinberg, D. & Steward, R. PR-Set7-dependent methylation of histone H4 Lys 20 functions in repression of gene expression and is essential for mitosis. تطوير الجينات. 19, 431–435 (2005).

Julien, E. & Herr, W. A switch in mitotic histone H4 lysine 20 methylation status is linked to M phase defects upon loss of HCF-1. مول. زنزانة 14, 713–725 (2004).

Bird, A. DNA methylation patterns and epigenetic memory. تطوير الجينات. 16, 6–21 (2002).

Tamaru, H. & Selker, E. U. A histone H3 methyltransferase controls DNA methylation in نيوروسبورا كراسا. طبيعة سجية 414, 277–283 (2001).

Jackson, J. P., Lindroth, A. M., Cao, X. & Jacobsen, S. E. Control of CpNpG DNA methylation by the KRYPTONITE histone H3 methyltransferase. طبيعة سجية 416, 556–560 (2002).

Lehnertz, B. et al. Suv39h-mediated histone H3 lysine 9 methylation directs DNA methylation to major satellite repeats at pericentric heterochromatin. بالعملة. بيول. 13, 1192–1200 (2003).

Freitag, M., Hickey, P. C., Khlafallah, T. K., Read, N. D. & Selker, E. U. HP1 is essential for DNA methylation in neurospora. مول. زنزانة 13, 427–434 (2004).

Bachman, K. E. et al. Histone modifications and silencing prior to DNA methylation of a tumor suppressor gene. الخلايا السرطانية 3, 89–95 (2003).

Sarraf, S. A. & Stancheva, I. Methyl-CpG binding protein MBD1 couples histone H3 methylation at lysine 9 by SETDB1 to DNA replication and chromatin assembly. Mol.Cell 15, 595–605 (2004). Demonstrates that DNA methylation can direct histone methylation during DNA replication.